Objetivo:
Saber los distintos modos de esterilización en el material
de laboratorio, ademas de aprender a usarlos.
INTRODUCCIÓN
La esterilización implica la destrucción de todos los
microorganismos, incluyendo los esporos. La desinfección supone la destrucción
de los microorganismos vegetativos que pueden causar enfermedades o en el
contexto de las industrias de alimentos, los que pueden producir alteraciones.
La desinfección no mata necesariamente a las
esporas.
Desarrollo:
ESTERILIZACION
Los métodos utilizados corrientemente en los laboratorios
microbiológicos son:
Calor al rojo (flameado).
Calor seco (aire caliente).
Vapor a presión (esterilización al autoclave).
Vapor fluente (tyndallización).
Filtración.
La incineración es también un método de esterilización, pero
se aplica fuera del laboratorio para la eliminación final de los desechos
producidos en él y se considera por separado.
CALOR AL ROJO
Los instrumentos tales como las asas y alambres de siembra y
varillas secas se esterilizan calentándolas en la llama de un mechero bunsen
hasta que se ponen al rojo. Los microincineradores se recomiendan para
esterilizar asas de inoculación contaminadas con material muy infeccioso
(espulos tuberculosos) para evitar el riesgo de chisporrotear partículas
contaminadas sobre las zonas de alrededor.
CALOR SECO
Se aplica en un horno calentado eléctricamente que se
controla mediante termostatos y que está provisto de un gran ventilador
circulante que asegura la uniformidad de la temperatura en todas las partes del
contenido. Los equipos modernos disponen de controles electrónicos que pueden
llevar la temperatura al nivel requerido, mantenerla en ese punto durante un
tiempo establecido previamente y desconectar seguidamente la corriente. En
algunos modelos se incorpora una cerradura solenoide para impedir que la estufa
sea abierta antes de que se complete el ciclo. Este dispositivo salvaguarda y
protege al personal de quemaduras accidentales.
El material que puede esterilizarse por este método incluye
placas de petri, matraces y pipetas de vidrio y objetos de metal. Pueden
adquiriese de diversos proveedores cajas y cilindros metálicos que almacenan
convenientemente el material de vidrio durante la esterilización y lo conservan
estéril hasta su utilización.
CARGA
El aire no es un buen conductor del calor, por lo que las
estufas deben cargarse sin apretar el contenido, de forma que queden abundantes
espacios para permitir que circule el aire caliente.
TIEMPOS Y TEMPERATURAS DE CARGA
Cuando se calculan los tiempos de funcionamiento para el
equipo de esterilización por aire caliente, deben considerarse tres períodos:
El período de ascenso de la temperatura, que es el tiempo
necesario para que toda la carga alcance la temperatura de esterilización;
puede llevar alrededor de 1 hora.
Los períodos de mantenimiento a las diferentes temperaturas
de esterilización recomendadas por el Medical Rescarch Councill que son 160ºC
durante 45 minutos, 170ºC durante 18 minutos, 180ºC durante 7 1/2 minutos y
190ºC durante 1 1/2 minutos.
El período de enfriamiento, que se realiza gradualmente para
prevenir la rotura del material de vidrio como consecuencia de un descenso
demasiado rápido de la temperatura. Este período puede llevar 2 horas.
CONTROL DE LOS ESTERILIZADORES DE AIRE CALIENTE
Los ensayos para los hornos de funcionamiento eléctrico
provistos de ventilador se describen en la Norma Británica 34212.
El equipo de esterilización por aire caliente, debe
calibrarse con termopares cuando el aparato se instala y comprobarse con
termopares posteriormente cuando se considere necesario.
El control de rutina ordinario puede efectuarse sencillamente
con la ayuda de tubos de Browne. Los tubos de Browne de Tipo 3 (punto verde) se
utilizan para estufas provistas de ventilador.
VAPOR A PRESION
Se realiza Mediante la esterilización en autoclave. Las
bacterias se matan más fácilmente por el calor húmedo (vapor saturado) que por
el calor seco. El vapor mata las bacterias por desnaturalización de sus
proteínas. Una condición de seguridad convenida para la esterilización es
utilizar vapor a 121ºC durante 15 minutos. Esta temperatura es adecuada para medios
de cultivo, soluciones acuosas, tratamiento de cultivos y muestras desechadas,
etc.
El aire tiene una influencia importante en la eficacia de la
esterilización al vapor de agua, porque su presencia modifica la relación
presión/temperatura. Por ejemplo: la temperatura del vapor saturado a 1,054
kg/cm es 121ºC, siempre que se haya extraído todo el aire de la vasija, Si sólo
se ha eliminado la mitad del aire, la temperatura de la mezcla aire-vapor que
resulta es de solamente 112ºC a la misma presión. Además, la existencia de
bolsas de aire impedirá la penetración del vapor.
Debe eliminarse primero todo el aire que rodea y penetra en
la carga a antes de que pueda comenzar la esterilización por vapor.
CARGA DEL AUTOCLAVE
Una buena esterilización por autoclave depende de la
eliminación de todo el aire de la cámara y de la carga, y los materiales que
van a esterilizarse deben colocarse sin apretar. Los artículos limpios pueden
ponerse en cestillos de alambre, pero el material contaminado (cultivos
desechados) deben estar en recipientes de fondo sólido en una altura no mayor
de 8 cm. Deben dejarse grandes espacios de aire alrededor de cada recipiente y
ninguno debe estar cerrado.
TIPOS DE AUTOCLAVE
Unicamente deben usarse autoclaves diseñados para trabajo de
laboratorio y que puedan recibir carga mixta. Los autoclaves de carga porosa y
los esterilizadores de líquidos embotellados son raramente satisfactorios para
el trabajo de laboratorio. Existen dos variedades de autoclave de laboratorio:
El tipo de olla a presión.
Los modelos de desplazamiento de la gravedad con descarga
automática de aire y vapor condensado.
OLLA A PRESION
Se utilizan todavía en muchas partes del mundo. El tipo más
común es un aparato para agua hirviendo a presión. Tiene una cámara vertical de
metal provista de una tapa metálica fuerte que se aprieta y cierra
herméticamente mediante un aro de goma. Se disponen en la tapa una espita para
la salida del aire y del vapor, un indicador de presión y una válvula de
seguridad. El agua del fondo del autoclave se calienta mediante mecheros de gas
exteriores, un calentador eléctrico de inmersión o un serpentín de vapor.
INSTRUCCIONES PARA EL FUNCIONAMIENTO
Debe haber agua suficiente dentro de la cámara. Se carga el
autoclave y se aprieta la tapa manteniendo la espita de descarga abierta. Se
ajusta seguidamente la válvula de seguridad a la temperatura requerida y se
conecta la fuente de calor.
Cuando el agua hierva, fluirá vapor por la espita de
descarga, arrastrando con él el aire existente en la cámara. Se deja que salgan
libremente el aire y el vapor hasta que se haya eliminado todo el aire. Puede
comprobarse que se ha eliminado fijando un extremo de un trozo de tubo de goma
a la espita de descarga e introduciendo el otro extremo en un cubo u otro
recipiente similar que contenga agua. El vapor se condensa en el agua y las
burbujas de aire salen a la superficie; cuando se ha eliminado todo el aire de
la cámara, cesa el burbujeo en el cubo. Cuando se ha alcanzado esta fase, se
cierra la espita de descarga de aire vapor y se quita el tubo de goma. La
presión del vapor se eleva en la cámara hasta que la presión deseada,
generalmente 1,054 kg/cm2, se alcanza y fluye vapor por la válvula de
seguridad.
Cuando la carga ha alcanzado la temperatura requerida, se
mantiene la presión durante 15 minutos. Al término del período de
esterilización, se apaga el calentador y se deja que el autoclave se enfríe. Se
abre la espita de descarga de aire vapor muy lentamente una vez que el
indicador de presión ha llegado a cero (presión atmosférica). Si la espita se
abre demasiado pronto, cuando el autoclave está todavía bajo presión, cualquier
líquido que haya en su interior (medios de cultivo líquidos, etc.), hervirá de
forma explosiva e incluso pueden explosionar las botellas que contengan
líquidos. Se deja que el contenido se enfríe. Según la naturaleza de los
materiales que se están esterilizando, el período de enfriamiento necesario
puede ser de varias horas para que los grandes frascos de agar se enfríen hasta
80ºC y puedan cogerse con la mano sin riesgo.
AUTOCLAVES CON ELIMINACION DEL AIRE POR DESPLAZAMIENTO DE LA
GRAVEDAD
Estos autoclaves están por lo general dispuestos
horizontalmente y son de forma rectangular, permitiendo que la cámara se cargue
más fácilmente. Puede utilizarse un sistema de bandejas y carretilla.
El dibujo situado más abajo presenta en forma esquemática un
tipo de autoclave de desplazamiento de gravedad, revestido de una camisa.
Autoclaves similares pueden construirse sin camisa. La puerta debe tener un
mecanismo de seguridad que impida pueda ser abierta mientras la cámara está
bajo presión.
La camisa que rodea al autoclave está compuesta de una pared
externa que encierra un espacio estrecho alrededor de la cámara, que se llena
con vapor a presión para mantener la pared de la cámara templada. El vapor
penetra en la camisa desde la fuente principal que se halla a alta presión, a
través de una válvula que reduce la presión hasta el nivel de funcionamiento.
La presión de funcionamiento se mide en un indicador de presión independiente
fijado a la camisa. Esta camisa tiene un drenaje independiente para eliminar el
aire y la condensación.
El vapor penetra en la cámara de la misma fuente que
suministra el vapor a la camisa. Se introduce de forma tal que es desviado
hacia arriba y llena la cámara desde la parte superior hacia la inferior,
impulsando así al aire y al condensado a fluir en el fondo de la cámara por el
desplazamiento de la gravedad. El desagüe está provisto de filtros para impedir
que se obture por residuos. El desagüe lleva generalmente un termómetro para
registrar la temperatura del vapor que fluye. La temperatura registrada por el
termómetro del desagüe es generalmente inferior a la de la cámara. La
diferencia debe determinarse mediante ensayos con termopares. También cuenta
con una válvula sensible al vapor.
La válvula automática de vapor o «sensible al vapor» está
diseñada para asegurar que únicamente se retiene dentro de la cámara vapor
saturado y que el aire y el líquido condensado, se eliminan automáticamente.
Recibe el nombre denear-to-steam sensible al vapor porque se abre si la temperatura
desciende unos 2ºC por debajo de la del vapor saturado y se cierra alrededor de
los 2ºC por encima de la temperatura del vapor saturado. El sifón funciona por
expansión y contracción de un fuelle metálico que abre y cierra una válvula. El
desagüe descarga en un embudo, de tal forma que hay una separación entre el
desagüe y el embudo. Esta disposición asegura que no retrocederá agua
contaminada desde la tubería a la cámara.
INSTRUCCIONES PARA EL FUNCIONAMIENTO
Si el autoclave está provisto de camisa, esta camisa debe
llevarse a la temperatura de funcionamiento en primer lugar. Se carga la
cámara, se cierra la puerta y se abre la válvula de vapor, dejando que la
corriente de vapor entre la parte superior de la cámara. El aire y el agua de
condensación fluyen a través del desagüe del fondo. Cuando el termómetro del
desagüe llegue a la temperatura requerida, debe dejarse un tiempo adicional
para que la carga alcance dicha temperatura. Este tiempo debe determinarse
inicialmente y periódicamente para cada autoclave, como ya se indicará más
adelante. Salvo que se haga esto, es poco probable que la carga se esterilice.
Se prosigue el ciclo del autoclave para el tiempo de mantenimiento. Cuando se
ha completado, se cierran las válvulas de vapor y se deja que el autoclave se
enfríe hasta que el indicador de temperatura señala 80ºC. No debe abrirse el
autoclave hasta este momento. Al principió sé «entreabrirá» o abrirá muy
ligeramente y se mantendrá en esa posición durante varios minutos para permitir
que salga el vapor y se enfríe posteriormente la carga.
PRUEBAS DE EFICACIA DEL AUTOCLAVE
Los esterilizadores de vapor deben comprobarse cuando se
adquieren y después a intervalos regulares, mediante termopares. La medida de
las temperaturas se realiza mediante termopares, colocados en el interior del
autoclave. Son alambres de cobre-constantan recubiertos de PTFE y pueden
colocarse en la carga. Son suficientemente delgados para no impedir el cierre
de la puerta. Los extremos posteriores se conectan aun registro digital o
gráfico (Comark). Generalmente son suficientes cuatro canales para comprobar
los autoclaves de laboratorio. Deben comprobarse los autoclaves en las
condiciones de peor carga. En la mayoría de los laboratorios podría ser un
recipiente lleno de frascos de 5 mi de tapón a rosca. Se colocará en el centro
del autoclave y, si se dispone de espacio, se colocan otros recipientes
cargados alrededor de él. Un termopar debe ponerse dentro de una botella en el
centro de la carga. Otros termopares se distribuyen en otros puntos del
autoclave. Se inicia el ciclo de esterilización y se mide el tiempo. Se anota
el tiempo requerido para que la temperatura del desagüe de la cámara alcance
121ºC y después el que se necesita para que el termopar de la carga registre
dicha temperatura. En este momento comienza el tiempo de esterilización.
Después de que transcurran no menos de 15 minutos puede desconectarse el vapor,
comenzando el tiempo de enfriamiento. Hay así cuatro períodos:
Calentamiento, hasta que el termómetro de¡ desagüe de la
cámara alcanza 121ºC.
Penetración del vapor en la carga, hasta que el centro de la
carga alcance 121ºC.
Esterilización, durante el que la carga se mantiene a 12 ºC,
generalmente 15 minutos.
Tiempo de enfriamiento, hasta que la temperatura de la carga
descienda a 80ºC, momento en que puede retirarse.
Como no es practicable utilizar un termopar para cada carga
salvo que se ponga un sensor dentro de la cámara, es importante anotar estos
tiempos para el funcionamiento normal. El período de exposición después de que
la temperatura en el desagüe alcance 121ºC es por tanto de 2+3 minutos. Deben
mortificarse de acuerdo con esto los autoclaves de ciclo automático, que
dependen de la temperatura en el desagüe.
En algunos autoclaves la puerta no puede abrirse hasta que
la temperatura en el desagüe descienda a 80ºC. Esto no implica que la
temperatura en la carga haya descendido también al mismo nivel. En los grandes
frascos herméticamente cerrados, puede estar todavía por encima de 100ºC,
momento. En el que su contenido estará a presión elevada. Un enfriamiento
brusco puede determinar que el frasco explosione. Por tanto, el autoclave no
debe abrirse hasta que la temperatura de la carga haya bajado a 80ºC o más.
Puede ser necesario un tiempo muy largo y en algunos autoclaves hay cerraduras
que permiten que la puerta se abra tan sólo fraccionalmente, para que la carga
se enfríe más antes de que quede libre finalmente. En otros, se utilizan
dispositivos de enfriamiento complicados con ráfagas de aire y pulverizaciones
de agua fría.
PROTECCION PERSONAL
La única forma digna de confianza de comprobar la eficiencia
del autoclave es mediante instrumentos, aunque pueden utilizarse los tubos de
Browne, tipo 2 (punto amarillo), para temperaturas superiores a 126ºC. Los
tubos de Browne deben conservarse en un lugar frío (por debajo de 20ºC) para
impedir se deterioren.
Bennet ha elaborado otra clase de indicador de
esterilización. Para algunas cargas, por ejemplo material de vidrio y medios de
cultivo, es útil la cinta de autoclave, utilizada en los hospitales (3M).
En determinadas circunstancias puede ser deseable comprobar
se han muerto los esporos bacterianos durante el ciclo del autoclave. Se
emplean esporos de Bacillus stearothermophilus. La resistencia de los esporos
al calor depende de muchos factores, incluyendo entre ellos el medio en el que
se han cultivado, de forma que es preferible usar preparados comerciales cuya
calidad ha sido controlada. Oxoid prepara cinta de esporos, como también sirven
3NI (Atiest) y 13BL (Killit).
Tras la exposición al ciclo del autoclave, se retiran las
cintas de su estuche y se ponen en el medio de recuperación caldo triptona
glucosado y se incuban a 55-60º para comprobar su viabilidad.
Graves accidentes, que incluyen quemaduras escaldaduras en
la cara y manos, se han producido cuando se han abierto los autoclaves, incluso
cuando el indicador de temperatura se hallaba por debajo de 80 ºC y la puerta
se había abierto una grieta. Los líquidos de los frascos pueden estar todavía a
temperatura superior a los 100 ºC y bajo considerable presión. Los frascos
pueden explosionar al contacto con el aire a la temperatura ambiente. Cuando
los autoclaves se descargan, los operarios deben llevar viseras protectoras de
toda la cara del tipo que recubra la piel de la barbilla y de la garganta.
También deben usar guantes de protección térmica.
TYNDALLIZACION
Este proceso, designado así después de que el científico
Tyndall utilizara un vaporizador de Koch (o de Arnold), que es una caja
metálica en el fondo de la cual el agua hierve mediante un mechero de gas, una
resistencia eléctrica o un serpentín de vapor. El material que va a tratarse
permanece en una bandeja perforada, inmediatamente por encima del nivel del
agua. La tapa es cónica, de manera que el agua de condensación resbala por los
laterales en vez de gotear sobre el contenido. Un pequeño orificio en la parte
superior de la tapa permite que salgan el aire y el vapor. Se utiliza este
método para esterilizar medios de cultivo que puede alterarse por exposición a
temperaturas más elevadas, por ejemplo medios que contienen carbohidratos
fácilmente hidrolizables o gelatina. Estos medios se vaporizan durante 30-45
minutos al día durante tres días consecutivos. La primera vez se matan las
bacterias vegetativas; cualquier esporo que sobreviva germinará en el medio
nutritivo durante la noche, dando lugar a formas vegetativas que serán muertas
durante la segunda y tercera vaporizaciones.
FILTRACION
Las bacterias pueden eliminarse de los líquidos haciéndolos
pasar a través de filtros con poros muy pequeños que impiden el paso de las
bacterias pero, en general, no de los mycoplasmas ni virus. Se emplea este
método parra esterilizar el suero para su uso en el laboratorio, las soluciones
de antibióticos y los medios de cultivo especiales que se alteran por el calor.
Se utiliza también para separar los productos solubles del crecimiento
bacteriano (toxinas) de los medios de cultivo líquidos.
DESINFECCION
Pueden utilizarse una gran variedad de sustancias químicas y
todas ellas reciben el nombre común de desinfectantes o biocidas. El primero de
estos términos es el que se va a usar en este libro. Algunos de ellos son
reactivos ordinarios, otros son formulaciones especiales, registradas con
nombres comerciales. Los microbiólogos y gerentes de laboratorio se ven con
frecuencia presionados por los vendedores para que adquieran sus productos,
para los que hacen extravagantes propagandas. Generalmente hay diferencias
marcadas entre la actividad de algunos desinfectantes cuando se ensayan en
condiciones óptimas por la técnica de Rideal-Walker u otras menos acreditadas y
cuando se utilizan en la práctica. Los efectos del tiempo, temperatura, pH y la
naturaleza química y física del artículo que se va a desinfectar y la materia
orgánica presente, no son a menudo totalmente consideradas.
2.1 TIPOS DE DESINFECTANTES Y USOS EN EL LABORATORIO
Existe un espectro aproximado de sensibilidad de los
microorganismos a los desinfectantes. Los más sensibles son las bacterias
vegetativas, los hongos y los virus que contienen lípidos. Las mycobacterias y
los virus que no contienen lípidos son menos sensibles y los esporos son por lo
general resistente.
En la elección de los desinfectantes, deben tenerse en
cuenta algunas consideraciones a cerca de su toxicidad y de los efectos
perjudiciales que pueden tener sobre la piel, ojos y vías respiratorias.
Unicamente se tratan aquí aquellos desinfectantes que tienen aplicación en el
laboratorio.
Los desinfectantes utilizados más corrientemente en los
trabajos de laboratorio son los fenoles líquidos y los hipocloritos. Los
aldehídos tienen una aplicación limitada y el alcohol y las mezclas de
alcoholes son menos populares, aunque merecen mayor atención. Los compuestos
yodóforos y de amonio cuaternario son más populares en los EE.UU que en Gran
Bretaña, mientras que los compuestos mercuriales son los menos utilizados. Las
propiedades de estos desinfectantes se resumen en una tabla más abajo. Otras
sustancias tales como el óxido de etileno y la propiolactona se usan comercialmente
en la preparación de material de equipo estéril para hospitales y laboratorios,
pero no se emplean en la descontaminación de desechos de laboratorio y en otras
actividades mencionadas antes. Se excluyen por ello de esta exposición.
2.1.1 FENOLES LIQUIDOS
Estos compuestos son eficaces contra las bacterias
vegetativas (incluso Mycobacterias) y hongos. Son inactivas contra esporos y
virus que no contienen lípidos. La mayoría de los compuestos fenólicos son
activos en presencia de cantidades considerables de proteína, aunque se
inactivan en parte por la goma, madera y plásticos. No son compatibles con los
detergentes catiónicos. Los usos en el laboratorio incluyen las vasijas de
desechos y la desinfección de superficies. Los fenoles líquidos deben emplearse
a la concentración más alta que recomiendan los fabricantes para «situaciones
sucias», es decir, cuando puedan encontrar grandes cantidades de materia
orgánica. Generalmente esta concentración es la de 2-5%. Las soluciones deben
prepararse diariamente y los fenólicos diluidos no deben guardarse más de 24
horas para utilizarlos en el laboratorio, aunque muchos fenoles líquidos
diluidos pueden ser eficaces durante más de siete días.
Deben protegerse la piel y los ojos.
2.1.2 HIPOCLORITOS
La actividad se debe al cloro, el que es muy eficaz contra
las bacterias vegetativas (incluso mycobacterias) esporos y hongos. Los
hipocloritos son inactivados considerablemente por las proteínas y en cierto
grado por los materiales naturales no proteicos y por los plásticos y no son
compatibles con los detergentes canónicos. Se emplean en vasijas de desecho y
desinfección de superficies, aunque es necesario tener cuidado porque corroen
los metales. No deben emplearse en partes metálicas de centrífugas y otros
aparatos que se debilitan con su uso. Con fines generales y para las vasijas
para pipe-tas y de desechos se recomienda una concentración de cloro de 2.500
ppm en lugar de 1.000 ppms, aunque para sangre derramada y vasijas de desechos
que pueden contener gran cantidad de proteína se recomienda una concentración
de 10.000 ppms. Los hipocloritos que se venden para uso industrial y
aplicaciones de laboratorio en Gran Bretaña contienen 100.000 ppm de cloro
disponible y deben diluirse para su empleo al 1:40 ó 1:10. Algunos hipocloritos
domésticos (los que se usan en la limpieza de biberones) contienen 10.000 ppm y
deben diluirse para su empleo al 1:4. Las lejías de uso doméstico de Gran
Bretaña y EE.UU. contienen 50.000 ppm de cloro disponible y son apropiadas las
diluciones de 1:20 y 1:5. Los productos preparados sólidos, incluyendo los que
contienen hipocloritos, usados en la desinfección doméstica y los isocianuros
clorados, utilizados en piscinas, pueden tener aplicaciones en el laboratorio.
Los hipocloritos se deterioran rápidamente con el uso,
aunque los pro-ductos tal como se suministran son estables. Las soluciones
diluidas deben sustituirse después de 24 horas. La sustancia colorante que se
añade a algunos hipocloritos comerciales trata de identificarlos: no es un
indicador de la actividad.
Los hipocloritos pueden producir irritación de la piel, ojos
y pulmones.
2.1.3 ALDHEIDOS
El formaldehído (gas) y el glutaraldehido (líquido) son
buenos desinfectantes. Son activos frente a bacterias vegetativas (incluso
mycobacterias), esporos y hongos. Son activas en presencia de proteína y no se
inactivan mucho por los materiales naturales o artificiales ni por los
detergentes.
El formaldehído no es muy activo a temperaturas inferiores a
20ºC y requiere una humedad relativa de al menos 70%. No se suministra como
gas, sino como un polímero sólido, para formar aldehído y como un líquido,
formalina o formol comercial, que contiene 37-40 % de formaldehído. Ambas
formas se calientan para liberar el gas, que se utiliza para desinfectar
espacios cerrados como cabinas de seguridad y habitaciones. La formalina
diluída al 1:10 para dar una solución que contiene 4 % de formaldehido, se
emplea en la desinfección de superficies y en algunos casos, de cultivos. Se
hallan actualmente en el comercio compuestos sólidos que liberan formaldehído y
dichos productos pueden tener aplicaciones en el laboratorio, aunque todavía no
se han valorado para este fin. El formaldehído se usa principalmente para la
descontaminación de cabinas de seguridad y en habitaciones.
El glutaraldehído necesita generalmente un activador, tal
como el bicarbonato de sodio, que se suministra con el líquido a granel. La
mayoría de los activadores contienen un colorante, para que el usuario pueda
tener seguridad de que el desinfectante ha sido activado. La eficacia y la
estabilidad tras la activación batían con el producto y debe consultarse la
literatura suministrada por los fabricantes. Kelsey et al, hallaron que la
actividad esporocida de una marca disminuía a la mitad en siete días y Coates
sugirió que si se utilizaba glutaraldehído activado de esa edad, debería
doblarse el tiempo de exposición. Pueden emplearse en vasijas para desechos
(aunque es caro) y son particularmente útiles para la desinfección de las
superficies metálicas, puesto que no son corrosivos.
Los aldelhídos son tóxicos. El formaldehído es
particularmente molesto porque afecta a los ojos y produce dificultades
respiratorias. Se requieren precauciones especiales. El glutaldehído es menos
nocivo, pero debe evitarse el contacto con la piel y los ojos.
2.1.4 ALCOHOL Y MEZCLAS DE ALCOHOLES
El etanol y el propanol, a concentraciones de alrededor de
70-80 % en agua, son eficaces, aunque lentamente, contra las bacterias
vegetativas. No son activos frente a esporos y hongos. No se inactivan de
manera especial por la proteína y otros materiales ni por los detergentes.
La efectividad se favorece por la adición de formaldehído,
por ejemplo una mezcla de formalina al 10 % en alcohol de 70 %2 o hipoclorito
en solución que tenga 2.000 ppm de cloro disponible. Los alcoholes y las
mezclas de alcoholes son útiles para desinfectar superficies y exceptuando las
mezclas de alcohol-hipoclorito, para equilibrar los portatubos de las
centrífugas.
Son relativamente inofensivas para la piel, pero pueden
producir irritación de los ojos.
2.1.5 COMPUESTOS DE AMONIO CUATERNARIO
Son detergentes cati6nicos eficaces contra bacterias
vegetativas y algunos hongos, aunque no contra las mycobacterias o esporos. Son
inactivos por la proteína y por una diversidad de materiales naturales y
plásticos, por los detergentes no iónicos y por el jabón. Su utilización en el
laboratorio es por tanto limitada, aunque tienen la clara ventaja de ser
estables y de no corroer los metales. Se emplean generalmente a diluciones de
1-2% para la limpieza de superficie, pero son muy comunes en los laboratorios
de higiene de los alimentos como consecuencia de su naturaleza detergente.
Los compuestos de amonio cuaternario no son tóxicos y son
inofensivos para la piel y los ojos.
2.1.6 IODOFOROS
Como 105 compuestos de cloro, estos yoduros son efectivos
contra bacterias vegetativas (incluidas mycobacterias), esporos, hongos y ambos
tipos de virus conteniendo o no lípidos. Son inactivos rápidamente por la
proteína y, en cierto grado, por sustancias naturales y plásticas y no son
compatibles con los detergentes aniónicos. Para su empleo en vasijas de desecho
y para desinfección de superficies deben usarse diluídos para obtener 75-150
ppm de iodo, pero para la desinfección de las manos o como esporocida diluidos
en alcohol de 50% para dar una concentración de 1600 ppm. En los preparados
comerciales a la venta, los yodóforos suelen contener un detergente y llevar un
indicador: son activos en tanto aparecen de color pardo o amarillo. Tiñen la
piel y las superficies, pero el colorante puede eliminarse con solución de
tiosulfato sódico.
Los yodóforos son relativamente inofensivos para la piel,
pero puede apreciarse cierta irritación en los ojos.
2.1.7 COMPUESTOS MERCURIALES
La actividad contra las bacterias vegetativas es mala y son
inefectivos contra los esporos. Tienen cierta acción sobre los virus a
concentraciones de 1:500 a 1:1.000 y un uso limitado, como soluciones saturadas
en el manejo inocuo de preparaciones microscópicas de mycobacterias.
Su limitada utilidad y su naturaleza muy venenosa convierten
a los mercuriales en inadecuados para su uso general en el laboratorio.
Resultados:
Los resultados obtenidos fueron favorables ya que nuestra esterilización quedo mejor, por que en la olla express metimos poca agua, se quemo un poco el papel estraza pero quedo totalmente esterilizado
Conclusiones:
aquí observamos en resumen que para obtener una buena esterilización se necesita aplicar más agua para que no se quemen la cinta testigo, pero más tiempo en el calor para que sea una mejor esterilización.
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