En este blog observamos como se debe realizar una buena practica para sembrar microorganismos, tambien observamos algunos temas relevantes sobre los microorganismos los cuales son seran utiles para las practicas
Integrantes:
Angeles Cortes Sanchez
Jasmin Andrade Plata
Juan Daniel Luna Avila
Cesar Fabian Albarran
Dulce Fenicia Lujano Rosales
martes, 5 de junio de 2012
Identificación de material para laboratorio
INTRODUCCIÓN:
En este trabajo se hablara de los distintos materiales que se utilizan en el laboratorio y su función.
OBJETIVO: conocer todo el material que puede haber en un laboratorio.
NOMBRE DE LA PRACTICA: Reconocimiento del material de laboratorio de microbiología
DESARROLLO:
Matraz aforado: tiene forma de pera con fondo plano o curvo (finalidad calentar el contenido), su cuello es largo y estrecho y en él se marca el aforo, que indica su capacidad. Su utilidad principal es recoger líquidos aunque otra de sus finalidades es crear disoluciones con unas medidas exactas. Podemos encontrar también el matraz aforado esmerilado el cual se emplea para almacenar durante un periodo de tiempo los líquidos.
Vaso de precipitado: es un recipiente cilíndrico ancho, de paredes rectas y con un pico para facilitar el vertido de los líquidos, se observan unas señales indicativas las cuales sirven de guía para el volumen de la disolución. Su uso principal es crear disoluciones cuando el soluto es sólido y tal como su nombre indica otra utilidad suya es precipitar.
Matraz de Erlenmeyer: es un recipiente que tiene forma de tronco de cono con cuello corto, estos matraces no están calibrados aunque pueden llevar señales indicativas de capacidad. Su variada utilidad va desde preparar disoluciones hasta contener disoluciones para valorar, su uso principal. También podemos encontrarnos estos matraces esmerilados y cuya utilidad es almacenar sustancias.
Matraz kitasato: es un matraz de Erlenmeyer que presenta una salida lateral para ejercer el vacío. Este tipo de matraz se utiliza para filtrar disoluciones saturadas rápidamente y aprovechar a su vez todo el líquido posible.
Vidrio de reloj: consiste en una pieza cóncava cuya utilidad es pesar pequeñas cantidades de sustancias en estado sólido.
Tubo de ensayo: son tubos cilíndricos cerrados por un extremo, hay varios tipos de tubos de ensaya, con tapón, graduados, etc., pero todos tienen la misma utilidad, hacer reacciones a pequeña escala.
Filtro: se usa para separar el soluto de las dislocaciones en el que esta es de un tamaño casi microscópico.
Probeta: son cilindros de vidrio graduados con una base que le proporciona estabilidad sobre sí mismo. Su utilidad es medir volúmenes que no requieran mucha precisión. Los más utilizados son los que en la parte superior llevan incorporada una boca que facilita el vertido de líquidos y los que tienen tapón para almacenarlos.
Bureta: son tubos de vidrio graduados provistos de una llave en su zona inferior que permite dispersar volúmenes variables de líquido. Son aparatos con mucha precisión, por este motivo la bureta se utiliza para valorar soluciones de concentración desconocida.
Pipeta: se utiliza para transferir volúmenes de líquidos. Tipos:
Pipetas aforadas: diseñadas para medir un solo volumen, las encontramos de un aforo, que consiste en un tubo largo y estrecho con un ensanchamiento en la parte central y que en su parte superior comprende la línea de aforo que indica el volumen máximo que debe alcanzar el líquido. Y la de doble aforo, que la única diferencia de la anterior es que esta pipeta tiene una segunda línea de aforo.
Pipetas graduadas: tienen una graduación grabada en sus paredes y pueden medir cualquier volumen que no rebase su capacidad máxima.
Frasco lavador: consiste en un frasco de plástico flexible que terminan en un tubo que puede ser dirigido. Su utilidad tal y como su nombre indica es lavar.
Cápsulas de porcelana: su única utilidad es secar y pesar sustancias.
Placas de gota: consiste en un recipiente de porcelana con una serie de hendiduras las cuales e usan para hacer ensayos de gota.
Cristalizador: se basa en un recipiente de cristal, el cual es utilizado para preparar cultivos y diversas soluciones, así como para cristalizar.
Mortero: Material de laboratorio de porcelana o de vidrio, que se usa para moler o reducir el tamaño de las sustancias.
Nuez: son unas pinzas de acero inoxidable que se utilizan para sujetar las buretas.
Embolo: es un aparato se plástico que se coloca en el extremo ancho de la pipeta y su función es absorber el líquido que se va a pipetear (1). También se puede utilizar para este procedimiento la pera (2).
Tubo de centrifugado: consiste en un tubo muy parecido al del ensayo, pero su utilidad debido a sus características es separar los componentes de una disolución por centrifugado.
Desecador: Suelen ser de vidrio. Se utilizan para desecar sustancias o bien para preservarlas de la humedad. Para ello contienen una sustancia muy higroscópica, como la gel de sílice, el ácido sulfúrico, etc.
Embudos: suelen se d virio y su utilidad es filtrar, transferir líquidos o sólidos a otros recipientes…
Varillas agitadoras: son de vidrio y sirven para agitar.
Gradillas: son soportes de metal para los tubos de ensayo.
Placas de Petri: recipientes de vidrio o de plástico cilíndricos cuya utilidad principal es en microbiología para cultivos.
Cuentagotas: su utilidad reside en la toma de muestras de líquidos infecciosos o tóxicos.
Balanza analítica: es uno de los instrumentos de medida más usados en laboratorio y de la cual dependen básicamente todos los resultados analíticos, están bastante desarrolladas de manera que no es necesaria la utilización de cuartos especiales para la medida del peso.
CONCLUSIONES:
Es importante saber los distintos materiales que se utilizan en el laboratorio así como su función para poder utilizarlos.
RESULTADOS:
Pues los resultados fueron poder saber como funcionan los materiales de laboratorio.
Práctica de esterilización
Objetivo:
Saber los distintos modos de esterilización en el material
de laboratorio, ademas de aprender a usarlos.
INTRODUCCIÓN
La esterilización implica la destrucción de todos los
microorganismos, incluyendo los esporos. La desinfección supone la destrucción
de los microorganismos vegetativos que pueden causar enfermedades o en el
contexto de las industrias de alimentos, los que pueden producir alteraciones.
La desinfección no mata necesariamente a las
esporas.
Desarrollo:
ESTERILIZACION
Los métodos utilizados corrientemente en los laboratorios
microbiológicos son:
Calor al rojo (flameado).
Calor seco (aire caliente).
Vapor a presión (esterilización al autoclave).
Vapor fluente (tyndallización).
Filtración.
La incineración es también un método de esterilización, pero
se aplica fuera del laboratorio para la eliminación final de los desechos
producidos en él y se considera por separado.
CALOR AL ROJO
Los instrumentos tales como las asas y alambres de siembra y
varillas secas se esterilizan calentándolas en la llama de un mechero bunsen
hasta que se ponen al rojo. Los microincineradores se recomiendan para
esterilizar asas de inoculación contaminadas con material muy infeccioso
(espulos tuberculosos) para evitar el riesgo de chisporrotear partículas
contaminadas sobre las zonas de alrededor.
CALOR SECO
Se aplica en un horno calentado eléctricamente que se
controla mediante termostatos y que está provisto de un gran ventilador
circulante que asegura la uniformidad de la temperatura en todas las partes del
contenido. Los equipos modernos disponen de controles electrónicos que pueden
llevar la temperatura al nivel requerido, mantenerla en ese punto durante un
tiempo establecido previamente y desconectar seguidamente la corriente. En
algunos modelos se incorpora una cerradura solenoide para impedir que la estufa
sea abierta antes de que se complete el ciclo. Este dispositivo salvaguarda y
protege al personal de quemaduras accidentales.
El material que puede esterilizarse por este método incluye
placas de petri, matraces y pipetas de vidrio y objetos de metal. Pueden
adquiriese de diversos proveedores cajas y cilindros metálicos que almacenan
convenientemente el material de vidrio durante la esterilización y lo conservan
estéril hasta su utilización.
CARGA
El aire no es un buen conductor del calor, por lo que las
estufas deben cargarse sin apretar el contenido, de forma que queden abundantes
espacios para permitir que circule el aire caliente.
TIEMPOS Y TEMPERATURAS DE CARGA
Cuando se calculan los tiempos de funcionamiento para el
equipo de esterilización por aire caliente, deben considerarse tres períodos:
El período de ascenso de la temperatura, que es el tiempo
necesario para que toda la carga alcance la temperatura de esterilización;
puede llevar alrededor de 1 hora.
Los períodos de mantenimiento a las diferentes temperaturas
de esterilización recomendadas por el Medical Rescarch Councill que son 160ºC
durante 45 minutos, 170ºC durante 18 minutos, 180ºC durante 7 1/2 minutos y
190ºC durante 1 1/2 minutos.
El período de enfriamiento, que se realiza gradualmente para
prevenir la rotura del material de vidrio como consecuencia de un descenso
demasiado rápido de la temperatura. Este período puede llevar 2 horas.
CONTROL DE LOS ESTERILIZADORES DE AIRE CALIENTE
Los ensayos para los hornos de funcionamiento eléctrico
provistos de ventilador se describen en la Norma Británica 34212.
El equipo de esterilización por aire caliente, debe
calibrarse con termopares cuando el aparato se instala y comprobarse con
termopares posteriormente cuando se considere necesario.
El control de rutina ordinario puede efectuarse sencillamente
con la ayuda de tubos de Browne. Los tubos de Browne de Tipo 3 (punto verde) se
utilizan para estufas provistas de ventilador.
VAPOR A PRESION
Se realiza Mediante la esterilización en autoclave. Las
bacterias se matan más fácilmente por el calor húmedo (vapor saturado) que por
el calor seco. El vapor mata las bacterias por desnaturalización de sus
proteínas. Una condición de seguridad convenida para la esterilización es
utilizar vapor a 121ºC durante 15 minutos. Esta temperatura es adecuada para medios
de cultivo, soluciones acuosas, tratamiento de cultivos y muestras desechadas,
etc.
El aire tiene una influencia importante en la eficacia de la
esterilización al vapor de agua, porque su presencia modifica la relación
presión/temperatura. Por ejemplo: la temperatura del vapor saturado a 1,054
kg/cm es 121ºC, siempre que se haya extraído todo el aire de la vasija, Si sólo
se ha eliminado la mitad del aire, la temperatura de la mezcla aire-vapor que
resulta es de solamente 112ºC a la misma presión. Además, la existencia de
bolsas de aire impedirá la penetración del vapor.
Debe eliminarse primero todo el aire que rodea y penetra en
la carga a antes de que pueda comenzar la esterilización por vapor.
CARGA DEL AUTOCLAVE
Una buena esterilización por autoclave depende de la
eliminación de todo el aire de la cámara y de la carga, y los materiales que
van a esterilizarse deben colocarse sin apretar. Los artículos limpios pueden
ponerse en cestillos de alambre, pero el material contaminado (cultivos
desechados) deben estar en recipientes de fondo sólido en una altura no mayor
de 8 cm. Deben dejarse grandes espacios de aire alrededor de cada recipiente y
ninguno debe estar cerrado.
TIPOS DE AUTOCLAVE
Unicamente deben usarse autoclaves diseñados para trabajo de
laboratorio y que puedan recibir carga mixta. Los autoclaves de carga porosa y
los esterilizadores de líquidos embotellados son raramente satisfactorios para
el trabajo de laboratorio. Existen dos variedades de autoclave de laboratorio:
El tipo de olla a presión.
Los modelos de desplazamiento de la gravedad con descarga
automática de aire y vapor condensado.
OLLA A PRESION
Se utilizan todavía en muchas partes del mundo. El tipo más
común es un aparato para agua hirviendo a presión. Tiene una cámara vertical de
metal provista de una tapa metálica fuerte que se aprieta y cierra
herméticamente mediante un aro de goma. Se disponen en la tapa una espita para
la salida del aire y del vapor, un indicador de presión y una válvula de
seguridad. El agua del fondo del autoclave se calienta mediante mecheros de gas
exteriores, un calentador eléctrico de inmersión o un serpentín de vapor.
INSTRUCCIONES PARA EL FUNCIONAMIENTO
Debe haber agua suficiente dentro de la cámara. Se carga el
autoclave y se aprieta la tapa manteniendo la espita de descarga abierta. Se
ajusta seguidamente la válvula de seguridad a la temperatura requerida y se
conecta la fuente de calor.
Cuando el agua hierva, fluirá vapor por la espita de
descarga, arrastrando con él el aire existente en la cámara. Se deja que salgan
libremente el aire y el vapor hasta que se haya eliminado todo el aire. Puede
comprobarse que se ha eliminado fijando un extremo de un trozo de tubo de goma
a la espita de descarga e introduciendo el otro extremo en un cubo u otro
recipiente similar que contenga agua. El vapor se condensa en el agua y las
burbujas de aire salen a la superficie; cuando se ha eliminado todo el aire de
la cámara, cesa el burbujeo en el cubo. Cuando se ha alcanzado esta fase, se
cierra la espita de descarga de aire vapor y se quita el tubo de goma. La
presión del vapor se eleva en la cámara hasta que la presión deseada,
generalmente 1,054 kg/cm2, se alcanza y fluye vapor por la válvula de
seguridad.
Cuando la carga ha alcanzado la temperatura requerida, se
mantiene la presión durante 15 minutos. Al término del período de
esterilización, se apaga el calentador y se deja que el autoclave se enfríe. Se
abre la espita de descarga de aire vapor muy lentamente una vez que el
indicador de presión ha llegado a cero (presión atmosférica). Si la espita se
abre demasiado pronto, cuando el autoclave está todavía bajo presión, cualquier
líquido que haya en su interior (medios de cultivo líquidos, etc.), hervirá de
forma explosiva e incluso pueden explosionar las botellas que contengan
líquidos. Se deja que el contenido se enfríe. Según la naturaleza de los
materiales que se están esterilizando, el período de enfriamiento necesario
puede ser de varias horas para que los grandes frascos de agar se enfríen hasta
80ºC y puedan cogerse con la mano sin riesgo.
AUTOCLAVES CON ELIMINACION DEL AIRE POR DESPLAZAMIENTO DE LA
GRAVEDAD
Estos autoclaves están por lo general dispuestos
horizontalmente y son de forma rectangular, permitiendo que la cámara se cargue
más fácilmente. Puede utilizarse un sistema de bandejas y carretilla.
El dibujo situado más abajo presenta en forma esquemática un
tipo de autoclave de desplazamiento de gravedad, revestido de una camisa.
Autoclaves similares pueden construirse sin camisa. La puerta debe tener un
mecanismo de seguridad que impida pueda ser abierta mientras la cámara está
bajo presión.
La camisa que rodea al autoclave está compuesta de una pared
externa que encierra un espacio estrecho alrededor de la cámara, que se llena
con vapor a presión para mantener la pared de la cámara templada. El vapor
penetra en la camisa desde la fuente principal que se halla a alta presión, a
través de una válvula que reduce la presión hasta el nivel de funcionamiento.
La presión de funcionamiento se mide en un indicador de presión independiente
fijado a la camisa. Esta camisa tiene un drenaje independiente para eliminar el
aire y la condensación.
El vapor penetra en la cámara de la misma fuente que
suministra el vapor a la camisa. Se introduce de forma tal que es desviado
hacia arriba y llena la cámara desde la parte superior hacia la inferior,
impulsando así al aire y al condensado a fluir en el fondo de la cámara por el
desplazamiento de la gravedad. El desagüe está provisto de filtros para impedir
que se obture por residuos. El desagüe lleva generalmente un termómetro para
registrar la temperatura del vapor que fluye. La temperatura registrada por el
termómetro del desagüe es generalmente inferior a la de la cámara. La
diferencia debe determinarse mediante ensayos con termopares. También cuenta
con una válvula sensible al vapor.
La válvula automática de vapor o «sensible al vapor» está
diseñada para asegurar que únicamente se retiene dentro de la cámara vapor
saturado y que el aire y el líquido condensado, se eliminan automáticamente.
Recibe el nombre denear-to-steam sensible al vapor porque se abre si la temperatura
desciende unos 2ºC por debajo de la del vapor saturado y se cierra alrededor de
los 2ºC por encima de la temperatura del vapor saturado. El sifón funciona por
expansión y contracción de un fuelle metálico que abre y cierra una válvula. El
desagüe descarga en un embudo, de tal forma que hay una separación entre el
desagüe y el embudo. Esta disposición asegura que no retrocederá agua
contaminada desde la tubería a la cámara.
INSTRUCCIONES PARA EL FUNCIONAMIENTO
Si el autoclave está provisto de camisa, esta camisa debe
llevarse a la temperatura de funcionamiento en primer lugar. Se carga la
cámara, se cierra la puerta y se abre la válvula de vapor, dejando que la
corriente de vapor entre la parte superior de la cámara. El aire y el agua de
condensación fluyen a través del desagüe del fondo. Cuando el termómetro del
desagüe llegue a la temperatura requerida, debe dejarse un tiempo adicional
para que la carga alcance dicha temperatura. Este tiempo debe determinarse
inicialmente y periódicamente para cada autoclave, como ya se indicará más
adelante. Salvo que se haga esto, es poco probable que la carga se esterilice.
Se prosigue el ciclo del autoclave para el tiempo de mantenimiento. Cuando se
ha completado, se cierran las válvulas de vapor y se deja que el autoclave se
enfríe hasta que el indicador de temperatura señala 80ºC. No debe abrirse el
autoclave hasta este momento. Al principió sé «entreabrirá» o abrirá muy
ligeramente y se mantendrá en esa posición durante varios minutos para permitir
que salga el vapor y se enfríe posteriormente la carga.
PRUEBAS DE EFICACIA DEL AUTOCLAVE
Los esterilizadores de vapor deben comprobarse cuando se
adquieren y después a intervalos regulares, mediante termopares. La medida de
las temperaturas se realiza mediante termopares, colocados en el interior del
autoclave. Son alambres de cobre-constantan recubiertos de PTFE y pueden
colocarse en la carga. Son suficientemente delgados para no impedir el cierre
de la puerta. Los extremos posteriores se conectan aun registro digital o
gráfico (Comark). Generalmente son suficientes cuatro canales para comprobar
los autoclaves de laboratorio. Deben comprobarse los autoclaves en las
condiciones de peor carga. En la mayoría de los laboratorios podría ser un
recipiente lleno de frascos de 5 mi de tapón a rosca. Se colocará en el centro
del autoclave y, si se dispone de espacio, se colocan otros recipientes
cargados alrededor de él. Un termopar debe ponerse dentro de una botella en el
centro de la carga. Otros termopares se distribuyen en otros puntos del
autoclave. Se inicia el ciclo de esterilización y se mide el tiempo. Se anota
el tiempo requerido para que la temperatura del desagüe de la cámara alcance
121ºC y después el que se necesita para que el termopar de la carga registre
dicha temperatura. En este momento comienza el tiempo de esterilización.
Después de que transcurran no menos de 15 minutos puede desconectarse el vapor,
comenzando el tiempo de enfriamiento. Hay así cuatro períodos:
Calentamiento, hasta que el termómetro de¡ desagüe de la
cámara alcanza 121ºC.
Penetración del vapor en la carga, hasta que el centro de la
carga alcance 121ºC.
Esterilización, durante el que la carga se mantiene a 12 ºC,
generalmente 15 minutos.
Tiempo de enfriamiento, hasta que la temperatura de la carga
descienda a 80ºC, momento en que puede retirarse.
Como no es practicable utilizar un termopar para cada carga
salvo que se ponga un sensor dentro de la cámara, es importante anotar estos
tiempos para el funcionamiento normal. El período de exposición después de que
la temperatura en el desagüe alcance 121ºC es por tanto de 2+3 minutos. Deben
mortificarse de acuerdo con esto los autoclaves de ciclo automático, que
dependen de la temperatura en el desagüe.
En algunos autoclaves la puerta no puede abrirse hasta que
la temperatura en el desagüe descienda a 80ºC. Esto no implica que la
temperatura en la carga haya descendido también al mismo nivel. En los grandes
frascos herméticamente cerrados, puede estar todavía por encima de 100ºC,
momento. En el que su contenido estará a presión elevada. Un enfriamiento
brusco puede determinar que el frasco explosione. Por tanto, el autoclave no
debe abrirse hasta que la temperatura de la carga haya bajado a 80ºC o más.
Puede ser necesario un tiempo muy largo y en algunos autoclaves hay cerraduras
que permiten que la puerta se abra tan sólo fraccionalmente, para que la carga
se enfríe más antes de que quede libre finalmente. En otros, se utilizan
dispositivos de enfriamiento complicados con ráfagas de aire y pulverizaciones
de agua fría.
PROTECCION PERSONAL
La única forma digna de confianza de comprobar la eficiencia
del autoclave es mediante instrumentos, aunque pueden utilizarse los tubos de
Browne, tipo 2 (punto amarillo), para temperaturas superiores a 126ºC. Los
tubos de Browne deben conservarse en un lugar frío (por debajo de 20ºC) para
impedir se deterioren.
Bennet ha elaborado otra clase de indicador de
esterilización. Para algunas cargas, por ejemplo material de vidrio y medios de
cultivo, es útil la cinta de autoclave, utilizada en los hospitales (3M).
En determinadas circunstancias puede ser deseable comprobar
se han muerto los esporos bacterianos durante el ciclo del autoclave. Se
emplean esporos de Bacillus stearothermophilus. La resistencia de los esporos
al calor depende de muchos factores, incluyendo entre ellos el medio en el que
se han cultivado, de forma que es preferible usar preparados comerciales cuya
calidad ha sido controlada. Oxoid prepara cinta de esporos, como también sirven
3NI (Atiest) y 13BL (Killit).
Tras la exposición al ciclo del autoclave, se retiran las
cintas de su estuche y se ponen en el medio de recuperación caldo triptona
glucosado y se incuban a 55-60º para comprobar su viabilidad.
Graves accidentes, que incluyen quemaduras escaldaduras en
la cara y manos, se han producido cuando se han abierto los autoclaves, incluso
cuando el indicador de temperatura se hallaba por debajo de 80 ºC y la puerta
se había abierto una grieta. Los líquidos de los frascos pueden estar todavía a
temperatura superior a los 100 ºC y bajo considerable presión. Los frascos
pueden explosionar al contacto con el aire a la temperatura ambiente. Cuando
los autoclaves se descargan, los operarios deben llevar viseras protectoras de
toda la cara del tipo que recubra la piel de la barbilla y de la garganta.
También deben usar guantes de protección térmica.
TYNDALLIZACION
Este proceso, designado así después de que el científico
Tyndall utilizara un vaporizador de Koch (o de Arnold), que es una caja
metálica en el fondo de la cual el agua hierve mediante un mechero de gas, una
resistencia eléctrica o un serpentín de vapor. El material que va a tratarse
permanece en una bandeja perforada, inmediatamente por encima del nivel del
agua. La tapa es cónica, de manera que el agua de condensación resbala por los
laterales en vez de gotear sobre el contenido. Un pequeño orificio en la parte
superior de la tapa permite que salgan el aire y el vapor. Se utiliza este
método para esterilizar medios de cultivo que puede alterarse por exposición a
temperaturas más elevadas, por ejemplo medios que contienen carbohidratos
fácilmente hidrolizables o gelatina. Estos medios se vaporizan durante 30-45
minutos al día durante tres días consecutivos. La primera vez se matan las
bacterias vegetativas; cualquier esporo que sobreviva germinará en el medio
nutritivo durante la noche, dando lugar a formas vegetativas que serán muertas
durante la segunda y tercera vaporizaciones.
FILTRACION
Las bacterias pueden eliminarse de los líquidos haciéndolos
pasar a través de filtros con poros muy pequeños que impiden el paso de las
bacterias pero, en general, no de los mycoplasmas ni virus. Se emplea este
método parra esterilizar el suero para su uso en el laboratorio, las soluciones
de antibióticos y los medios de cultivo especiales que se alteran por el calor.
Se utiliza también para separar los productos solubles del crecimiento
bacteriano (toxinas) de los medios de cultivo líquidos.
DESINFECCION
Pueden utilizarse una gran variedad de sustancias químicas y
todas ellas reciben el nombre común de desinfectantes o biocidas. El primero de
estos términos es el que se va a usar en este libro. Algunos de ellos son
reactivos ordinarios, otros son formulaciones especiales, registradas con
nombres comerciales. Los microbiólogos y gerentes de laboratorio se ven con
frecuencia presionados por los vendedores para que adquieran sus productos,
para los que hacen extravagantes propagandas. Generalmente hay diferencias
marcadas entre la actividad de algunos desinfectantes cuando se ensayan en
condiciones óptimas por la técnica de Rideal-Walker u otras menos acreditadas y
cuando se utilizan en la práctica. Los efectos del tiempo, temperatura, pH y la
naturaleza química y física del artículo que se va a desinfectar y la materia
orgánica presente, no son a menudo totalmente consideradas.
2.1 TIPOS DE DESINFECTANTES Y USOS EN EL LABORATORIO
Existe un espectro aproximado de sensibilidad de los
microorganismos a los desinfectantes. Los más sensibles son las bacterias
vegetativas, los hongos y los virus que contienen lípidos. Las mycobacterias y
los virus que no contienen lípidos son menos sensibles y los esporos son por lo
general resistente.
En la elección de los desinfectantes, deben tenerse en
cuenta algunas consideraciones a cerca de su toxicidad y de los efectos
perjudiciales que pueden tener sobre la piel, ojos y vías respiratorias.
Unicamente se tratan aquí aquellos desinfectantes que tienen aplicación en el
laboratorio.
Los desinfectantes utilizados más corrientemente en los
trabajos de laboratorio son los fenoles líquidos y los hipocloritos. Los
aldehídos tienen una aplicación limitada y el alcohol y las mezclas de
alcoholes son menos populares, aunque merecen mayor atención. Los compuestos
yodóforos y de amonio cuaternario son más populares en los EE.UU que en Gran
Bretaña, mientras que los compuestos mercuriales son los menos utilizados. Las
propiedades de estos desinfectantes se resumen en una tabla más abajo. Otras
sustancias tales como el óxido de etileno y la propiolactona se usan comercialmente
en la preparación de material de equipo estéril para hospitales y laboratorios,
pero no se emplean en la descontaminación de desechos de laboratorio y en otras
actividades mencionadas antes. Se excluyen por ello de esta exposición.
2.1.1 FENOLES LIQUIDOS
Estos compuestos son eficaces contra las bacterias
vegetativas (incluso Mycobacterias) y hongos. Son inactivas contra esporos y
virus que no contienen lípidos. La mayoría de los compuestos fenólicos son
activos en presencia de cantidades considerables de proteína, aunque se
inactivan en parte por la goma, madera y plásticos. No son compatibles con los
detergentes catiónicos. Los usos en el laboratorio incluyen las vasijas de
desechos y la desinfección de superficies. Los fenoles líquidos deben emplearse
a la concentración más alta que recomiendan los fabricantes para «situaciones
sucias», es decir, cuando puedan encontrar grandes cantidades de materia
orgánica. Generalmente esta concentración es la de 2-5%. Las soluciones deben
prepararse diariamente y los fenólicos diluidos no deben guardarse más de 24
horas para utilizarlos en el laboratorio, aunque muchos fenoles líquidos
diluidos pueden ser eficaces durante más de siete días.
Deben protegerse la piel y los ojos.
2.1.2 HIPOCLORITOS
La actividad se debe al cloro, el que es muy eficaz contra
las bacterias vegetativas (incluso mycobacterias) esporos y hongos. Los
hipocloritos son inactivados considerablemente por las proteínas y en cierto
grado por los materiales naturales no proteicos y por los plásticos y no son
compatibles con los detergentes canónicos. Se emplean en vasijas de desecho y
desinfección de superficies, aunque es necesario tener cuidado porque corroen
los metales. No deben emplearse en partes metálicas de centrífugas y otros
aparatos que se debilitan con su uso. Con fines generales y para las vasijas
para pipe-tas y de desechos se recomienda una concentración de cloro de 2.500
ppm en lugar de 1.000 ppms, aunque para sangre derramada y vasijas de desechos
que pueden contener gran cantidad de proteína se recomienda una concentración
de 10.000 ppms. Los hipocloritos que se venden para uso industrial y
aplicaciones de laboratorio en Gran Bretaña contienen 100.000 ppm de cloro
disponible y deben diluirse para su empleo al 1:40 ó 1:10. Algunos hipocloritos
domésticos (los que se usan en la limpieza de biberones) contienen 10.000 ppm y
deben diluirse para su empleo al 1:4. Las lejías de uso doméstico de Gran
Bretaña y EE.UU. contienen 50.000 ppm de cloro disponible y son apropiadas las
diluciones de 1:20 y 1:5. Los productos preparados sólidos, incluyendo los que
contienen hipocloritos, usados en la desinfección doméstica y los isocianuros
clorados, utilizados en piscinas, pueden tener aplicaciones en el laboratorio.
Los hipocloritos se deterioran rápidamente con el uso,
aunque los pro-ductos tal como se suministran son estables. Las soluciones
diluidas deben sustituirse después de 24 horas. La sustancia colorante que se
añade a algunos hipocloritos comerciales trata de identificarlos: no es un
indicador de la actividad.
Los hipocloritos pueden producir irritación de la piel, ojos
y pulmones.
2.1.3 ALDHEIDOS
El formaldehído (gas) y el glutaraldehido (líquido) son
buenos desinfectantes. Son activos frente a bacterias vegetativas (incluso
mycobacterias), esporos y hongos. Son activas en presencia de proteína y no se
inactivan mucho por los materiales naturales o artificiales ni por los
detergentes.
El formaldehído no es muy activo a temperaturas inferiores a
20ºC y requiere una humedad relativa de al menos 70%. No se suministra como
gas, sino como un polímero sólido, para formar aldehído y como un líquido,
formalina o formol comercial, que contiene 37-40 % de formaldehído. Ambas
formas se calientan para liberar el gas, que se utiliza para desinfectar
espacios cerrados como cabinas de seguridad y habitaciones. La formalina
diluída al 1:10 para dar una solución que contiene 4 % de formaldehido, se
emplea en la desinfección de superficies y en algunos casos, de cultivos. Se
hallan actualmente en el comercio compuestos sólidos que liberan formaldehído y
dichos productos pueden tener aplicaciones en el laboratorio, aunque todavía no
se han valorado para este fin. El formaldehído se usa principalmente para la
descontaminación de cabinas de seguridad y en habitaciones.
El glutaraldehído necesita generalmente un activador, tal
como el bicarbonato de sodio, que se suministra con el líquido a granel. La
mayoría de los activadores contienen un colorante, para que el usuario pueda
tener seguridad de que el desinfectante ha sido activado. La eficacia y la
estabilidad tras la activación batían con el producto y debe consultarse la
literatura suministrada por los fabricantes. Kelsey et al, hallaron que la
actividad esporocida de una marca disminuía a la mitad en siete días y Coates
sugirió que si se utilizaba glutaraldehído activado de esa edad, debería
doblarse el tiempo de exposición. Pueden emplearse en vasijas para desechos
(aunque es caro) y son particularmente útiles para la desinfección de las
superficies metálicas, puesto que no son corrosivos.
Los aldelhídos son tóxicos. El formaldehído es
particularmente molesto porque afecta a los ojos y produce dificultades
respiratorias. Se requieren precauciones especiales. El glutaldehído es menos
nocivo, pero debe evitarse el contacto con la piel y los ojos.
2.1.4 ALCOHOL Y MEZCLAS DE ALCOHOLES
El etanol y el propanol, a concentraciones de alrededor de
70-80 % en agua, son eficaces, aunque lentamente, contra las bacterias
vegetativas. No son activos frente a esporos y hongos. No se inactivan de
manera especial por la proteína y otros materiales ni por los detergentes.
La efectividad se favorece por la adición de formaldehído,
por ejemplo una mezcla de formalina al 10 % en alcohol de 70 %2 o hipoclorito
en solución que tenga 2.000 ppm de cloro disponible. Los alcoholes y las
mezclas de alcoholes son útiles para desinfectar superficies y exceptuando las
mezclas de alcohol-hipoclorito, para equilibrar los portatubos de las
centrífugas.
Son relativamente inofensivas para la piel, pero pueden
producir irritación de los ojos.
2.1.5 COMPUESTOS DE AMONIO CUATERNARIO
Son detergentes cati6nicos eficaces contra bacterias
vegetativas y algunos hongos, aunque no contra las mycobacterias o esporos. Son
inactivos por la proteína y por una diversidad de materiales naturales y
plásticos, por los detergentes no iónicos y por el jabón. Su utilización en el
laboratorio es por tanto limitada, aunque tienen la clara ventaja de ser
estables y de no corroer los metales. Se emplean generalmente a diluciones de
1-2% para la limpieza de superficie, pero son muy comunes en los laboratorios
de higiene de los alimentos como consecuencia de su naturaleza detergente.
Los compuestos de amonio cuaternario no son tóxicos y son
inofensivos para la piel y los ojos.
2.1.6 IODOFOROS
Como 105 compuestos de cloro, estos yoduros son efectivos
contra bacterias vegetativas (incluidas mycobacterias), esporos, hongos y ambos
tipos de virus conteniendo o no lípidos. Son inactivos rápidamente por la
proteína y, en cierto grado, por sustancias naturales y plásticas y no son
compatibles con los detergentes aniónicos. Para su empleo en vasijas de desecho
y para desinfección de superficies deben usarse diluídos para obtener 75-150
ppm de iodo, pero para la desinfección de las manos o como esporocida diluidos
en alcohol de 50% para dar una concentración de 1600 ppm. En los preparados
comerciales a la venta, los yodóforos suelen contener un detergente y llevar un
indicador: son activos en tanto aparecen de color pardo o amarillo. Tiñen la
piel y las superficies, pero el colorante puede eliminarse con solución de
tiosulfato sódico.
Los yodóforos son relativamente inofensivos para la piel,
pero puede apreciarse cierta irritación en los ojos.
2.1.7 COMPUESTOS MERCURIALES
La actividad contra las bacterias vegetativas es mala y son
inefectivos contra los esporos. Tienen cierta acción sobre los virus a
concentraciones de 1:500 a 1:1.000 y un uso limitado, como soluciones saturadas
en el manejo inocuo de preparaciones microscópicas de mycobacterias.
Su limitada utilidad y su naturaleza muy venenosa convierten
a los mercuriales en inadecuados para su uso general en el laboratorio.
Resultados:
Los resultados obtenidos fueron favorables ya que nuestra esterilización quedo mejor, por que en la olla express metimos poca agua, se quemo un poco el papel estraza pero quedo totalmente esterilizado
Conclusiones:
aquí observamos en resumen que para obtener una buena esterilización se necesita aplicar más agua para que no se quemen la cinta testigo, pero más tiempo en el calor para que sea una mejor esterilización.
Preparación de medios de cultivo
NOMBRE DE LA PRACTICA: Preparación de medios de cultivo
INTRODUCCIÓN:
INTRODUCCIÓN:
Un método fundamental para estudiar las bacterias es cultivarlas en un medio líquido o en la superficie de un medio sólido de agar. Los medios de cultivo contienen distintos nutrientes que van, desde azúcares simples hasta sustancias complejas como la sangre o el extracto de caldo de carne. Para aislar o purificar una especie bacteriana a partir de una muestra formada por muchos tipos de bacterias, se siembra en un medio de cultivo sólido donde las células que se multiplican no cambian de localización; tras muchos ciclos reproductivos, cada bacteria individual genera por escisión binaria una colonia macroscópica compuesta por decenas de millones de células similares a la original. Si esta colonia individual se siembra a su vez en un nuevo medio crecerá como cultivo puro de un solo tipo de bacteria. Muchas especies bacterianas son tan parecidas morfológicamente que es imposible diferenciarlas sólo con el uso del microscopio; en este caso, para identificar cada tipo de bacteria, se estudian sus características bioquímicas sembrándolas en medios de cultivo especiales
OBJETIVO:
El objetivo de la presente práctica es aprender a preparar correctamente los principales de medios de cultivo que se utilizan en el laboratorio de Bacteriología, como instrumentes de suma importancia en la diagnostico de bacterias patógenas dentro de los individuos. Asimismo, conocer los diferentes tipos de cultivo, su calcificación y su importancia en la diagnosticación.
Obtuvimos una colonia de microorganismos.
OBSERVACIONES:
DESARROLLO
Los requerimientos necesarios para un cultivo de bacterias son:
- Medio de carbono.
- Presencia o ausencia de oxigeno.
- Atmósfera adecuada.
- Agar-agar.
Para un cultivo adecuado de bacterias y microorganismos, se utiliza el agar, un gel coloidal formado por hidratos de carbono, de extendido uso comercial, y que proviene de las paredes celulares de varias especies de algas rojas, en concreto de miembros orientales del género Gelidium. Se utiliza como agente solidificante en la preparación de dulces, cremas y lociones, así como en las conservas de pescado y carne; para texturizar y emulsionar los helados y postres congelados; para clarificar, durante el proceso de fabricación del vino y la elaboración de la cerveza; y también para dar apresto (almidonar) las telas. Además, es un excelente medio de cultivo de bacterias, ya que no se disuelve por el efecto de las sales, ni se consume por la acción de la mayoría de los microorganismos.
El agar se extrae de las algas marinas haciéndolas hervir. Posteriormente, el producto resultante se deja enfriar y secar, y al final se solidifica en pastillas o en escamas. En un principio se llamó agar-agar, un término que se utiliza en Malasia para denominar a un alga local.
Pero existen diferentes tipos de agar de acuerdo a las especificidades que cada uno tenga, sin embargo cada tipo de agar debe de cumplir con los requerimientos:
Fuente de energía.- Las bacterias pueden ser fotótrofas o quimiotótrofas. Las fototótrofas absorben energía del sol y las quimiotótrofas de compuestos orgánicos.
Fuente de carbono.
Fuente de nitrógeno.- Las bacterias pueden obtener el nitrógeno atmosférico a través de las proteínas o por la degradación de aminoácidos o péptidos.
Azufre y fosfatos.- La obtienen como elemento(S), y como fosfatos en sales (P).
Vitaminas.
Agua.- Medio de transporte que permite una mejor absorción de los nutrimentos.
También requiere de los requerimientos nutricionales óptimos para su desarrollo:
Proteínas.- Se suministran generalmente peptonas, que se encuentran disponibles en el comercio, preparadas por digestión parcial de carne con enzimas peptídicas; consisten en polipéptidos, dipéptidos y aminoácidos.
Carbohidratos.- Sumistran carbono para la síntesis, y además su fermentación libera energía utilizable en el metabolismo.
Factores accesorios de crecimiento.- Son también requerimientos por algunas bacterias. Entre ellos están las vitaminas del complejo B; estas suministran enzimas necesarias para que las bacterias que son incapaces de sintetizar otros factores necesarios para algunas bacterias son obtenidos de los nutrimentos más complejos.
Sales minerales.- Elementos como K, Ca, Na, etc.; también son requeridas por algunas bacterias en su desarrollo.
Atmósfera.- Algunos microorganismos precisan oxígeno para su desarrollo, otros son incapaces de reproducirse en presencia de este elemento, en cambio otros organismos pueden crecer en una atmósfera con oxígeno, logran sobrevivir y crecer sin el, se les llama anaerobios facultativos.
Presión osmótica.- Las células pueden encogerse y ser destruidas en soluciones hipertónicas; inversamente se rompen por entrada de agua, en las soluciones hipotónicas.
Temperatura.- La temperatura para la cual los organismos microbianos crecen mejor, es considerada como temperatura óptima.
CONCLUSIONES:
En esta práctica se aprendió la importancia de preparar medios de cultivo, de que materiales pueden ser hechos, los distintos tipos de cultivos que pueden desarrollarse en el laboratorio, así como su clasificación, sus características principales, los distintos tipos que pueden servir para identificar diferentes bacterias, así como las condiciones que estos deben de reunir.
Seguridad en el laboratorio
SEGURIDAD EN EL LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA
Riesgos en
el laboratorio de Microbiología:
Por la naturaleza del material de
trabajo (microorganismos).
Por la utilización de determinados
compuestos químicos.
Por la utilización de determinado
equipamiento.
Normas:
Reducir nivel de riesgo al mínimo posible durante
manipulación.
Reducir riesgos por agentes químicos, físicos, etc.
Para
reducir el riesgo:
Instalaciones adecuadas.
Preparación del personal.
MANUAL DE
SEGURIDAD
Clasificación de los agentes biológicos.
Grupo 1. Poco probable que cause una enfermedad.
Grupo 2. Puede causar enfermedad. Poco probable que se
propague. Existe tratamiento eficaz.
Grupo 3. Puede causar enfermedad grave. Riesgo de que se
propague. Existe tratamiento eficaz.
Grupo 4. Causa enfermedad grave. Se propaga. No existe
tratamiento eficaz.
NORMAS DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA
• El acceso al laboratorio de prácticas sólo se permite a
los alumnos que estén realizando las prácticas.
*No se admiten visitas por razones de seguridad.
• Cualquier estudiante que sufra de alguna deficiencia en
sus defensas ante la infección debe comunicarlo previamente al profesor.
• Los laboratorios de investigación son de acceso
restringido al personal del Departamento.
• Es obligatorio utilizar batas abrochadas siempre que se
esté trabajando en el laboratorio.
*Durante el periodo de prácticas, la bata no debe utilizarse
fuera del laboratorio.
• Debe respetarse la prohibición de beber, comer, masticar
chicle o fumar en el laboratorio y se debe evitar llevarse a la boca ningún
objeto (bolígrafos...) o tocarse los ojos y nariz.
• En la superficie de trabajo no deben depositarse en ningún
momento ropa u objetos personales.
• Cada alumno es responsable de la limpieza de su lugar de
trabajo y del material asignado, así como de los microscopios que haya
usado.
• Se deben usar los mecheros Bunsen con precaución, no
dejando material inflamable cerca y evitando el posible contacto con pelo y
ropas.
• No se pueden utilizar guantes de látex cuando se trabaja
con mechero Bunsen.
• Se comprobará que se ha apagado el gas al finalizar el
experimento y al abandonar el laboratorio.
• Ante un vertido accidental de material microbiológico debe
informarse inmediatamente al profesor encargado del grupo.
• No se debe forzar un tubo de vidrio o la apertura de un
frasco sin tener protegidas las manos.
• No se manejarán las autoclaves o el material recién
esterilizado si no se dispone de guantes apropiados.
Niveles
de contención.
Nivel 1.
Nivel 2.
Nivel 3.
Nivel 4.
Los medios de cultivo en microbiología
Uno de los sistemas más
importantes para la identificación de microrganismos es observar su crecimiento
en sustancias alimenticias artificiales preparadas en el laboratorio. El
material alimenticio en el que crecen los microrganismos es el Medio de Cultivo
y el crecimiento de los microrganismos es el Cultivo.
Para que las bacterias crezcan
adecuadamente en un medio de cultivo artificial debe reunir una serie de
condiciones como son: temperatura, grado de humedad y presión de oxígeno
adecuado, así como un grado correcto de acidez o alcalinidad. Un medio de
cultivo debe contener los nutrientes y factores de crecimiento necesarios y
debe estar exento de todo microrganismo contaminante.
La mayoría de las bacterias patógenas
requieren nutrientes complejos similares en composición a los líquidos
orgánicos del cuerpo humano. Por eso, la base de muchos medios de cultivo es
una infusión de extractos de carne y Peptona a la que se añadirán otros
ingredientes.
El agar es un elemento
solidificante muy empleado para la preparación de medios de cultivo. Se licúa completamente a la temperatura
del agua hirviendo y se solidifica al enfriarse a 40 grados. Con mínimas
excepciones no tiene efecto sobre el crecimiento de las bacterias y no es
atacado por aquellas que crecen en él.
La Gelatina es otro agente solidificante
pero se emplea mucho menos ya que bastantes bacterias provocan su licuación.
En los diferentes medios de cultivo se
encuentran numerosos materiales de enriquecimiento como hidratos de carbono,
suero, sangre completa, bilis, etc. Los hidratos de Carbono se adicionan por
dos motivos fundamentales: para incrementar el valor nutritivo del medio y para
detectar reacciones de fermentación de los microrganismos que ayuden a
identificarlos. El suero y la sangre completa se añaden para promover el
crecimiento de los microrganismos menos resistentes.
También se añaden colorantes que actúan
como indicadores para detectar, por ejemplo, la formación de ácido o como
inhibidores del crecimiento de unas bacterias y no de otras (el Rojo Fenol se
usa como indicador ya que es rojo en pH básico y amarillo en pH ácido. La
Violeta de Genciana se usa como inhibidor ya que impide el crecimiento de la
mayoría de las bacterias Gram-positivas).
Condiciones
generales para el cultivo de microrganismos
El desarrollo adecuado de los
microrganismos en un medio de cultivo se ve afectado por una serie de factores
de gran importancia y que, en algunos casos, son ajenos por completo al propio
medio.
1- disponibilidad de nutrientes adecuados
Un medio de cultivo adecuado para la
investigación microbiológica ha de contener, como mínimo, carbono, nitrógeno,
azufre, fósforo y sales inorgánicas. En muchos casos serán necesarias ciertas
vitaminas y otras sustancias inductoras del crecimiento. Siempre han de estar
presentes las sustancias adecuadas para ejercer de donantes o captadores de
electrones para las reacciones químicas que tengan lugar.
Todas estas sustancias se suministraban
originalmente en forma de infusiones de carne, extractos de carne o extractos
de levadura. Sin embargo, la preparación de estas sustancias para su aplicación
a los medios de cultivo provocaba la pérdida de los factores nutritivos
lábiles.
Actualmente, la forma más extendida de
aportar estas sustancias a los medios es utilizar peptona que, además,
representa una fuente fácilmente asequible de nitrógeno y carbón ya que la
mayoría de los microrganismos, que no suelen utilizar directamente las
proteínas naturales, tienen capacidad de atacar los aminoácidos y otros
compuestos más simples de nitrógeno presentes en la peptona.
Ciertas bacterias tienen necesidades
nutritivas específicas por lo que se añade a muchos medios sustancias como
suero, sangre, líquido ascítico, etc. Igualmente pueden ser necesarios ciertos
carbohidratos y sales minerales como las de calcio, magnesio, manganeso, sodio
o potasio y sustancias promotoras del crecimiento, generalmente de naturaleza
vitamínica.
Muy a menudo se añaden al medio de cultivo
ciertos colorantes, bien como indicadores de ciertas actividades metabólicas o
bien por sus capacidades de ejercer de inhibidores selectivos de ciertos
microrganismos.
2- consistencia adecuada del medio
Partiendo de un medio líquido podemos
modificar su consistencia añadiendo productos como albúmina, gelatina o agar,
con lo que obtendríamos medios en estado semisólido o sólido.
Los medios solidificados con gelatina tienen
el gran inconveniente de que muchos microorganismos no se desarrollan
adecuadamente a temperaturas inferiores al punto de fusión de este
solidificante y de que otros tienen la capacidad de licuarla.
Actualmente los medios sólidos son de uso
universal, por su versatilidad y comodidad, pero hay también gran cantidad de
medios líquidos cuyo uso está ampliamente extendido en el laboratorio.
3- presencia (o ausencia) de oxígeno y
otros gases
Gran cantidad de bacterias pueden crecer en
una atmósfera con tensión de oxígeno normal. Algunas pueden obtener el oxígeno
directamente de variados sustratos. Pero los microorganismos anaerobios
estrictos sólo se desarrollarán adecuadamente en una atmósfera sin oxígeno
ambiental. En un punto intermedio, los microorganismos microaerófilos crecen
mejor en condiciones atmosféricas parcialmente anaerobias (tensión de oxígeno
muy reducida), mientras los anaerobios facultativos tienen un metabolismo capaz
de adaptarse a cualquiera de las citadas condiciones.
4- condiciones adecuadas de humedad
Un nivel mínimo de humedad, tanto en el
medio como en la atmósfera, es imprescindible para un buen desarrollo de las
células vegetativas microbianas en los cultivos. Hay que prever el
mantenimiento de estas condiciones mínimas en las estufas de cultivo a 35-37ºC
proporcionando una fuente adecuada de agua que mantenga la humedad necesaria
para el crecimiento de los cultivos y evitar así que se deseque el medio.
5- Luz ambiental
La mayoría de los microorganismos crecen
mucho mejor en la oscuridad que en presencia de luz solar. Hay excepciones
evidentes como sería el caso de los microorganismos fotosintéticos.
6- pH
La concentración de iones hidrógeno es muy
importante para el crecimiento de los microorganismos. La mayoría de ellos se
desarrollan mejor en medios con un pH neutro, aunque los hay que requieren
medios más o menos ácidos. No se debe olvidar que la presencia de ácidos o
bases en cantidades que no impiden el crecimiento bacteriano pueden sin embargo
inhibirlo o incluso alterar sus procesos metabólicos normales.
7- Temperatura
Los microorganismos mesófilos crecen de
forma óptima a temperaturas entre 15 y 43ºC. Otros como los psicrófilos crecen
a 0ºC y los termófilos a 80ºC o incluso a temperaturas superiores
(hipertermófilos). En líneas generales, los patógenos humanos crecen en rangos
de temperatura mucho más cortos, alrededor de 37ºC, y los saprofitos tienen
rangos más amplios.
8- Esterilidad del medio
Todos los medios de cultivo han de estar
perfectamente estériles para evitar la aparición de formas de vida que puedan
alterar, enmascarar o incluso impedir el crecimiento microbiano normal del o de
los especímenes inoculados en dichos medios. El sistema
clásico para esterilizar los medios de cultivo es el autoclave (que utiliza
vapor de agua a presión como agente esterilizante)
Tinciones usadas en microbiologia
Mecanismos de Coloración:
La coloración celular y tejidos son una combinación de fenómenos físicos y químicos de absorción: los fenómenos físicos de absorción, capilaridad y ósmosis participan en . La afinidad de colorantes básicos por los tejidos ácidos y viceversa indican que hay reacción química.
Los Colorantes:
Son compuestos, orgánicos que contienen radicales cromóforos esto es que producen color y grupo de anxocromos que forman sales los grupos nitrito (-NO2) y azo (-N = N) son cromóforos. Los radicales hidroxilo (-OH) y amino (-NH2) son grupos anxocromos. Los cromóforos imparten la propiedadcromógena al colorante y los anxocromos permiten que el colorante se una con la fibra o .
Preparación de Frotis Bacteriano para Coloración:
Entes de la tinción las bacterias suelen encontrarse en agua o en otro líquido en un porta objeto limpio y son extendido en una película uniforme y delgada. Se deja que la película seque en el aire y los microorganismos son fijados por sustancias químicas o por el calor moderado.
Tinciones:
Es un método utilizado para estudiar microorganismos. (no vivos); en estas tinciones se observa morfología, estructura y agrupamientos de microorganismos.
Tinción Simple: utiliza un colorante.
Tinción de Gram:
Utiliza varios colorantes (cristal violeta 1m, Yodo 1m, lavado con alcohol, Safranina 30 seg)
Tinción Ácido Resistente:
Una vez teñidos, conservan su color resistiendo al lavado con ácido mineral reducido. En esta tinción las bacterias ácido resistentes conservan el colorante primario color rosa o , los demás microorganismos son decolorados por el ácido y toman el color .
Tinción de Giensa:
El colorante se aplica a un frotis de sangre y se utiliza cuando se sospeche de protozoos en la sangre para observar materias núcleos de la células.
Tinción de Esporas:
Se usa verde de malaquita en contraste con safranina.
Tinción de Cápsula:
Colorante nigrosuna, aquí se observa microorganismos encapsulados creando resistencias.
Tinción de Flagelos:
Se usa mordiente el cual aumenta el tamaño del microorganismo.
Son unos cuerpos resistentes que se producen en el interior de la célula los cuales contienen los componentes necesarios para conservar la vida.
Las esporas pueden situarse en el centro de la célula o en situaciones excéntricas cerca de un extremo de la misma.
Levaduras:
Son esféricas, elípticas y cilíndricos, su tamaño varía notablemente. Son hongos cuya forma corriente y dominante de crecimiento es unicelular.
Son estructuras grueso viscosas gelatinosas que rodean las células de algunas especies.
Sarcina:
Son anaerobios obligados y son extremadamente ácido – tolerantes que pueden fermentar azúcares y crecer a pH inferior a 2.
Este género comprende 2 especies de bacterias que se dividen en tres planos perpendiculares para producir paquetes de 8 en una célula.
La mayoría se encuentra en el suelo o en partículas de polvo en suspensión y son uno de los organismos del género Bacillus que pueden ser aislados fácilmente.
Puesto que los formadores de esporas pueden aislarse selectivamente a partir del suelo, alimentos o de otro material dejando las muestras a 80 ºC durante 10 minutos.
Los bácillus suelen crecer en medios sistemáticos que contengan azúcares, ácidos orgánicos, alcoholes, etc, como única fuente de carbono y amoníaco como única fuente de nitrógeno.
Existe varios tipos de tinciones de loas cuales estudiamos:
- Tinción de Gram
- Tinción simple
- Tinción de esporas
Tinción de Gram:
Dividida en gram positivo y gram negativo, en el caso de los gram (+) la muestra fue sarcina, puesto que una tonalidad violeta fijada en su estructura determina la presencia de la misma puesto que fijó en su estructura el cristal violeta.
Y en el gran (-) utilizamos salmonella identificada por la presencia de muchas estructura un poco triangulares de color rojo.
En la muestra de la práctica anterior 3 eran gran positivo por su coloración morada.
Tinción Simple:
Estudia levaduras, en este experimento se usa un solo colorante que fue azul de metileno, donde observamos que las levaduras tenían cocos. Estas células bacterianas difieren desde el punto de vista químico de su medio exterior y por eso se tiñen contrastando con su alrededor.
Tinción de Esporas:
La bacteria es una estructura muy pequeña, sin embargo, por medio de esta tinción pudimos observar la estructura interna de la célula bacteriana, particularmente las endosporas, en este experimento se utiliza una tinción simple debido a que la misma permite que se coloree toda la célula excepto la espora que se observa de un tamaño bien aceptable.
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