martes, 5 de junio de 2012

Introducción:

En este blog observamos como se debe realizar una buena practica para sembrar microorganismos, tambien observamos algunos temas relevantes sobre los microorganismos los cuales son seran utiles para las practicas
Integrantes:
Angeles Cortes Sanchez
Jasmin Andrade Plata
Juan Daniel Luna Avila
Cesar Fabian Albarran
Dulce Fenicia Lujano Rosales

Identificación de material para laboratorio




INTRODUCCIÓN:
En este trabajo se hablara de los distintos materiales que se utilizan en el laboratorio y su función.

OBJETIVO: conocer todo el material que puede haber en un laboratorio.

NOMBRE DE LA PRACTICA: Reconocimiento del material de laboratorio de microbiología


DESARROLLO:

Matraz aforado: tiene forma de pera con fondo plano o curvo (finalidad calentar el contenido), su cuello es largo y estrecho y en él se marca el aforo, que indica su capacidad. Su utilidad principal es recoger líquidos aunque otra de sus finalidades es crear disoluciones con unas medidas exactas. Podemos encontrar también el matraz aforado esmerilado el cual se emplea para almacenar durante un periodo de tiempo los líquidos.
Vaso de precipitado: es un recipiente cilíndrico ancho, de paredes rectas y con un pico para facilitar el vertido de los líquidos, se observan unas señales indicativas las cuales sirven de guía para el volumen de la disolución. Su uso principal es crear disoluciones cuando el soluto es sólido y tal como su nombre indica otra utilidad suya es precipitar.
Matraz de Erlenmeyer: es un recipiente que tiene forma de tronco de cono con cuello corto, estos matraces no están calibrados aunque pueden llevar señales indicativas de capacidad. Su variada utilidad va desde preparar disoluciones hasta contener disoluciones para valorar, su uso principal. También podemos encontrarnos estos matraces esmerilados y cuya utilidad es almacenar sustancias.
Matraz kitasato: es un matraz de Erlenmeyer que presenta una salida lateral para ejercer el vacío. Este tipo de matraz se utiliza para filtrar disoluciones saturadas rápidamente y aprovechar a su vez todo el líquido posible.
Vidrio de reloj: consiste en una pieza cóncava cuya utilidad es pesar pequeñas cantidades de sustancias en estado sólido.
Tubo de ensayo: son tubos cilíndricos cerrados por un extremo, hay varios tipos de tubos de ensaya, con tapón, graduados, etc., pero todos tienen la misma utilidad, hacer reacciones a pequeña escala.
Filtro: se usa para separar el soluto de las dislocaciones en el que esta es de un tamaño casi microscópico.
Probeta: son cilindros de vidrio graduados con una base que le proporciona estabilidad sobre sí mismo. Su utilidad es medir volúmenes que no requieran mucha precisión. Los más utilizados son los que en la parte superior llevan incorporada una boca que facilita el vertido de líquidos y los que tienen tapón para almacenarlos.
Bureta: son tubos de vidrio graduados provistos de una llave en su zona inferior que permite dispersar volúmenes variables de líquido. Son aparatos con mucha precisión, por este motivo la bureta se utiliza para valorar soluciones de concentración desconocida.
Pipeta: se utiliza para transferir volúmenes de líquidos. Tipos:
Pipetas aforadas: diseñadas para medir un solo volumen, las encontramos de un aforo, que consiste en un tubo largo y estrecho con un ensanchamiento en la parte central y que en su parte superior comprende la línea de aforo que indica el volumen máximo que debe alcanzar el líquido. Y la de doble aforo, que la única diferencia de la anterior es que esta pipeta tiene una segunda línea de aforo.
Pipetas graduadas: tienen una graduación grabada en sus paredes y pueden medir cualquier volumen que no rebase su capacidad máxima.
Frasco lavador: consiste en un frasco de plástico flexible que terminan en un tubo que puede ser dirigido. Su utilidad tal y como su nombre indica es lavar.
Cápsulas de porcelana: su única utilidad es secar y pesar sustancias.
Placas de gota: consiste en un recipiente de porcelana con una serie de hendiduras las cuales e usan para hacer ensayos de gota.
Cristalizador: se basa en un recipiente de cristal, el cual es utilizado para preparar cultivos y diversas soluciones, así como para cristalizar.
Mortero: Material de laboratorio de porcelana o de vidrio, que se usa para moler o reducir el tamaño de las sustancias.
Nuez: son unas pinzas de acero inoxidable que se utilizan para sujetar las buretas.
Embolo: es un aparato se plástico que se coloca en el extremo ancho de la pipeta y su función es absorber el líquido que se va a pipetear (1). También se puede utilizar para este procedimiento la pera (2).
Tubo de centrifugado: consiste en un tubo muy parecido al del ensayo, pero su utilidad debido a sus características es separar los componentes de una disolución por centrifugado.
Desecador: Suelen ser de vidrio. Se utilizan para desecar sustancias o bien para preservarlas de la humedad. Para ello contienen una sustancia muy higroscópica, como la gel de sílice, el ácido sulfúrico, etc.
Embudos: suelen se d virio y su utilidad es filtrar, transferir líquidos o sólidos a otros recipientes…
Varillas agitadoras: son de vidrio y sirven para agitar.
Gradillas: son soportes de metal para los tubos de ensayo.
Placas de Petri: recipientes de vidrio o de plástico cilíndricos cuya utilidad principal es en microbiología para cultivos.
Cuentagotas: su utilidad reside en la toma de muestras de líquidos infecciosos o tóxicos.
Balanza analítica: es uno de los instrumentos de medida más usados en laboratorio y de la cual dependen básicamente todos los resultados analíticos, están bastante desarrolladas de manera que no es necesaria la utilización de cuartos especiales para la medida del peso.













CONCLUSIONES:
Es importante saber los distintos materiales que se utilizan en el laboratorio así como su función para poder utilizarlos.

RESULTADOS:
Pues los resultados fueron poder saber como funcionan los materiales de laboratorio.



Práctica de esterilización


Objetivo:
Saber los distintos modos de esterilización en el material de laboratorio, ademas de aprender a usarlos.


INTRODUCCIÓN
La esterilización implica la destrucción de todos los microorganismos, incluyendo los esporos. La desinfección supone la destrucción de los microorganismos vegetativos que pueden causar enfermedades o en el contexto de las industrias de alimentos, los que pueden producir alteraciones. La desinfección no mata necesariamente a las  esporas.

Desarrollo:

ESTERILIZACION
Los métodos utilizados corrientemente en los laboratorios microbiológicos son:
Calor al rojo (flameado).
Calor seco (aire caliente).
Vapor a presión (esterilización al autoclave).
Vapor fluente (tyndallización).
Filtración.
La incineración es también un método de esterilización, pero se aplica fuera del laboratorio para la eliminación final de los desechos producidos en él y se considera por separado.

CALOR AL ROJO
Los instrumentos tales como las asas y alambres de siembra y varillas secas se esterilizan calentándolas en la llama de un mechero bunsen hasta que se ponen al rojo. Los microincineradores se recomiendan para esterilizar asas de inoculación contaminadas con material muy infeccioso (espulos tuberculosos) para evitar el riesgo de chisporrotear partículas contaminadas sobre las zonas de alrededor.

CALOR SECO
Se aplica en un horno calentado eléctricamente que se controla mediante termostatos y que está provisto de un gran ventilador circulante que asegura la uniformidad de la temperatura en todas las partes del contenido. Los equipos modernos disponen de controles electrónicos que pueden llevar la temperatura al nivel requerido, mantenerla en ese punto durante un tiempo establecido previamente y desconectar seguidamente la corriente. En algunos modelos se incorpora una cerradura solenoide para impedir que la estufa sea abierta antes de que se complete el ciclo. Este dispositivo salvaguarda y protege al personal de quemaduras accidentales.
El material que puede esterilizarse por este método incluye placas de petri, matraces y pipetas de vidrio y objetos de metal. Pueden adquiriese de diversos proveedores cajas y cilindros metálicos que almacenan convenientemente el material de vidrio durante la esterilización y lo conservan estéril hasta su utilización.

CARGA
El aire no es un buen conductor del calor, por lo que las estufas deben cargarse sin apretar el contenido, de forma que queden abundantes espacios para permitir que circule el aire caliente.

TIEMPOS Y TEMPERATURAS DE CARGA
Cuando se calculan los tiempos de funcionamiento para el equipo de esterilización por aire caliente, deben considerarse tres períodos:
El período de ascenso de la temperatura, que es el tiempo necesario para que toda la carga alcance la temperatura de esterilización; puede llevar alrededor de 1 hora.
Los períodos de mantenimiento a las diferentes temperaturas de esterilización recomendadas por el Medical Rescarch Councill que son 160ºC durante 45 minutos, 170ºC durante 18 minutos, 180ºC durante 7 1/2 minutos y 190ºC durante 1 1/2 minutos.
El período de enfriamiento, que se realiza gradualmente para prevenir la rotura del material de vidrio como consecuencia de un descenso demasiado rápido de la temperatura. Este período puede llevar 2 horas.

CONTROL DE LOS ESTERILIZADORES DE AIRE CALIENTE
Los ensayos para los hornos de funcionamiento eléctrico provistos de ventilador se describen en la Norma Británica 34212.
El equipo de esterilización por aire caliente, debe calibrarse con termopares cuando el aparato se instala y comprobarse con termopares posteriormente cuando se considere necesario.
El control de rutina ordinario puede efectuarse sencillamente con la ayuda de tubos de Browne. Los tubos de Browne de Tipo 3 (punto verde) se utilizan para estufas provistas de ventilador.

VAPOR A PRESION
Se realiza Mediante la esterilización en autoclave. Las bacterias se matan más fácilmente por el calor húmedo (vapor saturado) que por el calor seco. El vapor mata las bacterias por desnaturalización de sus proteínas. Una condición de seguridad convenida para la esterilización es utilizar vapor a 121ºC durante 15 minutos. Esta temperatura es adecuada para medios de cultivo, soluciones acuosas, tratamiento de cultivos y muestras desechadas, etc.
El aire tiene una influencia importante en la eficacia de la esterilización al vapor de agua, porque su presencia modifica la relación presión/temperatura. Por ejemplo: la temperatura del vapor saturado a 1,054 kg/cm es 121ºC, siempre que se haya extraído todo el aire de la vasija, Si sólo se ha eliminado la mitad del aire, la temperatura de la mezcla aire-vapor que resulta es de solamente 112ºC a la misma presión. Además, la existencia de bolsas de aire impedirá la penetración del vapor.
Debe eliminarse primero todo el aire que rodea y penetra en la carga a antes de que pueda comenzar la esterilización por vapor.

CARGA DEL AUTOCLAVE
Una buena esterilización por autoclave depende de la eliminación de todo el aire de la cámara y de la carga, y los materiales que van a esterilizarse deben colocarse sin apretar. Los artículos limpios pueden ponerse en cestillos de alambre, pero el material contaminado (cultivos desechados) deben estar en recipientes de fondo sólido en una altura no mayor de 8 cm. Deben dejarse grandes espacios de aire alrededor de cada recipiente y ninguno debe estar cerrado.
TIPOS DE AUTOCLAVE
Unicamente deben usarse autoclaves diseñados para trabajo de laboratorio y que puedan recibir carga mixta. Los autoclaves de carga porosa y los esterilizadores de líquidos embotellados son raramente satisfactorios para el trabajo de laboratorio. Existen dos variedades de autoclave de laboratorio:
El tipo de olla a presión.
Los modelos de desplazamiento de la gravedad con descarga automática de aire y vapor condensado.
OLLA A PRESION
Se utilizan todavía en muchas partes del mundo. El tipo más común es un aparato para agua hirviendo a presión. Tiene una cámara vertical de metal provista de una tapa metálica fuerte que se aprieta y cierra herméticamente mediante un aro de goma. Se disponen en la tapa una espita para la salida del aire y del vapor, un indicador de presión y una válvula de seguridad. El agua del fondo del autoclave se calienta mediante mecheros de gas exteriores, un calentador eléctrico de inmersión o un serpentín de vapor.
INSTRUCCIONES PARA EL FUNCIONAMIENTO
Debe haber agua suficiente dentro de la cámara. Se carga el autoclave y se aprieta la tapa manteniendo la espita de descarga abierta. Se ajusta seguidamente la válvula de seguridad a la temperatura requerida y se conecta la fuente de calor.
Cuando el agua hierva, fluirá vapor por la espita de descarga, arrastrando con él el aire existente en la cámara. Se deja que salgan libremente el aire y el vapor hasta que se haya eliminado todo el aire. Puede comprobarse que se ha eliminado fijando un extremo de un trozo de tubo de goma a la espita de descarga e introduciendo el otro extremo en un cubo u otro recipiente similar que contenga agua. El vapor se condensa en el agua y las burbujas de aire salen a la superficie; cuando se ha eliminado todo el aire de la cámara, cesa el burbujeo en el cubo. Cuando se ha alcanzado esta fase, se cierra la espita de descarga de aire vapor y se quita el tubo de goma. La presión del vapor se eleva en la cámara hasta que la presión deseada, generalmente 1,054 kg/cm2, se alcanza y fluye vapor por la válvula de seguridad.
Cuando la carga ha alcanzado la temperatura requerida, se mantiene la presión durante 15 minutos. Al término del período de esterilización, se apaga el calentador y se deja que el autoclave se enfríe. Se abre la espita de descarga de aire vapor muy lentamente una vez que el indicador de presión ha llegado a cero (presión atmosférica). Si la espita se abre demasiado pronto, cuando el autoclave está todavía bajo presión, cualquier líquido que haya en su interior (medios de cultivo líquidos, etc.), hervirá de forma explosiva e incluso pueden explosionar las botellas que contengan líquidos. Se deja que el contenido se enfríe. Según la naturaleza de los materiales que se están esterilizando, el período de enfriamiento necesario puede ser de varias horas para que los grandes frascos de agar se enfríen hasta 80ºC y puedan cogerse con la mano sin riesgo.
AUTOCLAVES CON ELIMINACION DEL AIRE POR DESPLAZAMIENTO DE LA GRAVEDAD
Estos autoclaves están por lo general dispuestos horizontalmente y son de forma rectangular, permitiendo que la cámara se cargue más fácilmente. Puede utilizarse un sistema de bandejas y carretilla.
El dibujo situado más abajo presenta en forma esquemática un tipo de autoclave de desplazamiento de gravedad, revestido de una camisa. Autoclaves similares pueden construirse sin camisa. La puerta debe tener un mecanismo de seguridad que impida pueda ser abierta mientras la cámara está bajo presión.
La camisa que rodea al autoclave está compuesta de una pared externa que encierra un espacio estrecho alrededor de la cámara, que se llena con vapor a presión para mantener la pared de la cámara templada. El vapor penetra en la camisa desde la fuente principal que se halla a alta presión, a través de una válvula que reduce la presión hasta el nivel de funcionamiento. La presión de funcionamiento se mide en un indicador de presión independiente fijado a la camisa. Esta camisa tiene un drenaje independiente para eliminar el aire y la condensación.
El vapor penetra en la cámara de la misma fuente que suministra el vapor a la camisa. Se introduce de forma tal que es desviado hacia arriba y llena la cámara desde la parte superior hacia la inferior, impulsando así al aire y al condensado a fluir en el fondo de la cámara por el desplazamiento de la gravedad. El desagüe está provisto de filtros para impedir que se obture por residuos. El desagüe lleva generalmente un termómetro para registrar la temperatura del vapor que fluye. La temperatura registrada por el termómetro del desagüe es generalmente inferior a la de la cámara. La diferencia debe determinarse mediante ensayos con termopares. También cuenta con una válvula sensible al vapor.
La válvula automática de vapor o «sensible al vapor» está diseñada para asegurar que únicamente se retiene dentro de la cámara vapor saturado y que el aire y el líquido condensado, se eliminan automáticamente. Recibe el nombre denear-to-steam sensible al vapor porque se abre si la temperatura desciende unos 2ºC por debajo de la del vapor saturado y se cierra alrededor de los 2ºC por encima de la temperatura del vapor saturado. El sifón funciona por expansión y contracción de un fuelle metálico que abre y cierra una válvula. El desagüe descarga en un embudo, de tal forma que hay una separación entre el desagüe y el embudo. Esta disposición asegura que no retrocederá agua contaminada desde la tubería a la cámara.
INSTRUCCIONES PARA EL FUNCIONAMIENTO
Si el autoclave está provisto de camisa, esta camisa debe llevarse a la temperatura de funcionamiento en primer lugar. Se carga la cámara, se cierra la puerta y se abre la válvula de vapor, dejando que la corriente de vapor entre la parte superior de la cámara. El aire y el agua de condensación fluyen a través del desagüe del fondo. Cuando el termómetro del desagüe llegue a la temperatura requerida, debe dejarse un tiempo adicional para que la carga alcance dicha temperatura. Este tiempo debe determinarse inicialmente y periódicamente para cada autoclave, como ya se indicará más adelante. Salvo que se haga esto, es poco probable que la carga se esterilice. Se prosigue el ciclo del autoclave para el tiempo de mantenimiento. Cuando se ha completado, se cierran las válvulas de vapor y se deja que el autoclave se enfríe hasta que el indicador de temperatura señala 80ºC. No debe abrirse el autoclave hasta este momento. Al principió sé «entreabrirá» o abrirá muy ligeramente y se mantendrá en esa posición durante varios minutos para permitir que salga el vapor y se enfríe posteriormente la carga.
PRUEBAS DE EFICACIA DEL AUTOCLAVE
Los esterilizadores de vapor deben comprobarse cuando se adquieren y después a intervalos regulares, mediante termopares. La medida de las temperaturas se realiza mediante termopares, colocados en el interior del autoclave. Son alambres de cobre-constantan recubiertos de PTFE y pueden colocarse en la carga. Son suficientemente delgados para no impedir el cierre de la puerta. Los extremos posteriores se conectan aun registro digital o gráfico (Comark). Generalmente son suficientes cuatro canales para comprobar los autoclaves de laboratorio. Deben comprobarse los autoclaves en las condiciones de peor carga. En la mayoría de los laboratorios podría ser un recipiente lleno de frascos de 5 mi de tapón a rosca. Se colocará en el centro del autoclave y, si se dispone de espacio, se colocan otros recipientes cargados alrededor de él. Un termopar debe ponerse dentro de una botella en el centro de la carga. Otros termopares se distribuyen en otros puntos del autoclave. Se inicia el ciclo de esterilización y se mide el tiempo. Se anota el tiempo requerido para que la temperatura del desagüe de la cámara alcance 121ºC y después el que se necesita para que el termopar de la carga registre dicha temperatura. En este momento comienza el tiempo de esterilización. Después de que transcurran no menos de 15 minutos puede desconectarse el vapor, comenzando el tiempo de enfriamiento. Hay así cuatro períodos:
Calentamiento, hasta que el termómetro de¡ desagüe de la cámara alcanza 121ºC.
Penetración del vapor en la carga, hasta que el centro de la carga alcance 121ºC.
Esterilización, durante el que la carga se mantiene a 12 ºC, generalmente 15 minutos.
Tiempo de enfriamiento, hasta que la temperatura de la carga descienda a 80ºC, momento en que puede retirarse.
Como no es practicable utilizar un termopar para cada carga salvo que se ponga un sensor dentro de la cámara, es importante anotar estos tiempos para el funcionamiento normal. El período de exposición después de que la temperatura en el desagüe alcance 121ºC es por tanto de 2+3 minutos. Deben mortificarse de acuerdo con esto los autoclaves de ciclo automático, que dependen de la temperatura en el desagüe.
En algunos autoclaves la puerta no puede abrirse hasta que la temperatura en el desagüe descienda a 80ºC. Esto no implica que la temperatura en la carga haya descendido también al mismo nivel. En los grandes frascos herméticamente cerrados, puede estar todavía por encima de 100ºC, momento. En el que su contenido estará a presión elevada. Un enfriamiento brusco puede determinar que el frasco explosione. Por tanto, el autoclave no debe abrirse hasta que la temperatura de la carga haya bajado a 80ºC o más. Puede ser necesario un tiempo muy largo y en algunos autoclaves hay cerraduras que permiten que la puerta se abra tan sólo fraccionalmente, para que la carga se enfríe más antes de que quede libre finalmente. En otros, se utilizan dispositivos de enfriamiento complicados con ráfagas de aire y pulverizaciones de agua fría.
PROTECCION PERSONAL
La única forma digna de confianza de comprobar la eficiencia del autoclave es mediante instrumentos, aunque pueden utilizarse los tubos de Browne, tipo 2 (punto amarillo), para temperaturas superiores a 126ºC. Los tubos de Browne deben conservarse en un lugar frío (por debajo de 20ºC) para impedir se deterioren.
Bennet ha elaborado otra clase de indicador de esterilización. Para algunas cargas, por ejemplo material de vidrio y medios de cultivo, es útil la cinta de autoclave, utilizada en los hospitales (3M).
En determinadas circunstancias puede ser deseable comprobar se han muerto los esporos bacterianos durante el ciclo del autoclave. Se emplean esporos de Bacillus stearothermophilus. La resistencia de los esporos al calor depende de muchos factores, incluyendo entre ellos el medio en el que se han cultivado, de forma que es preferible usar preparados comerciales cuya calidad ha sido controlada. Oxoid prepara cinta de esporos, como también sirven 3NI (Atiest) y 13BL (Killit).
Tras la exposición al ciclo del autoclave, se retiran las cintas de su estuche y se ponen en el medio de recuperación caldo triptona glucosado y se incuban a 55-60º para comprobar su viabilidad.
Graves accidentes, que incluyen quemaduras escaldaduras en la cara y manos, se han producido cuando se han abierto los autoclaves, incluso cuando el indicador de temperatura se hallaba por debajo de 80 ºC y la puerta se había abierto una grieta. Los líquidos de los frascos pueden estar todavía a temperatura superior a los 100 ºC y bajo considerable presión. Los frascos pueden explosionar al contacto con el aire a la temperatura ambiente. Cuando los autoclaves se descargan, los operarios deben llevar viseras protectoras de toda la cara del tipo que recubra la piel de la barbilla y de la garganta. También deben usar guantes de protección térmica.
TYNDALLIZACION
Este proceso, designado así después de que el científico Tyndall utilizara un vaporizador de Koch (o de Arnold), que es una caja metálica en el fondo de la cual el agua hierve mediante un mechero de gas, una resistencia eléctrica o un serpentín de vapor. El material que va a tratarse permanece en una bandeja perforada, inmediatamente por encima del nivel del agua. La tapa es cónica, de manera que el agua de condensación resbala por los laterales en vez de gotear sobre el contenido. Un pequeño orificio en la parte superior de la tapa permite que salgan el aire y el vapor. Se utiliza este método para esterilizar medios de cultivo que puede alterarse por exposición a temperaturas más elevadas, por ejemplo medios que contienen carbohidratos fácilmente hidrolizables o gelatina. Estos medios se vaporizan durante 30-45 minutos al día durante tres días consecutivos. La primera vez se matan las bacterias vegetativas; cualquier esporo que sobreviva germinará en el medio nutritivo durante la noche, dando lugar a formas vegetativas que serán muertas durante la segunda y tercera vaporizaciones.
FILTRACION
Las bacterias pueden eliminarse de los líquidos haciéndolos pasar a través de filtros con poros muy pequeños que impiden el paso de las bacterias pero, en general, no de los mycoplasmas ni virus. Se emplea este método parra esterilizar el suero para su uso en el laboratorio, las soluciones de antibióticos y los medios de cultivo especiales que se alteran por el calor. Se utiliza también para separar los productos solubles del crecimiento bacteriano (toxinas) de los medios de cultivo líquidos.
DESINFECCION
Pueden utilizarse una gran variedad de sustancias químicas y todas ellas reciben el nombre común de desinfectantes o biocidas. El primero de estos términos es el que se va a usar en este libro. Algunos de ellos son reactivos ordinarios, otros son formulaciones especiales, registradas con nombres comerciales. Los microbiólogos y gerentes de laboratorio se ven con frecuencia presionados por los vendedores para que adquieran sus productos, para los que hacen extravagantes propagandas. Generalmente hay diferencias marcadas entre la actividad de algunos desinfectantes cuando se ensayan en condiciones óptimas por la técnica de Rideal-Walker u otras menos acreditadas y cuando se utilizan en la práctica. Los efectos del tiempo, temperatura, pH y la naturaleza química y física del artículo que se va a desinfectar y la materia orgánica presente, no son a menudo totalmente consideradas.
2.1 TIPOS DE DESINFECTANTES Y USOS EN EL LABORATORIO
Existe un espectro aproximado de sensibilidad de los microorganismos a los desinfectantes. Los más sensibles son las bacterias vegetativas, los hongos y los virus que contienen lípidos. Las mycobacterias y los virus que no contienen lípidos son menos sensibles y los esporos son por lo general resistente.
En la elección de los desinfectantes, deben tenerse en cuenta algunas consideraciones a cerca de su toxicidad y de los efectos perjudiciales que pueden tener sobre la piel, ojos y vías respiratorias. Unicamente se tratan aquí aquellos desinfectantes que tienen aplicación en el laboratorio.
Los desinfectantes utilizados más corrientemente en los trabajos de laboratorio son los fenoles líquidos y los hipocloritos. Los aldehídos tienen una aplicación limitada y el alcohol y las mezclas de alcoholes son menos populares, aunque merecen mayor atención. Los compuestos yodóforos y de amonio cuaternario son más populares en los EE.UU que en Gran Bretaña, mientras que los compuestos mercuriales son los menos utilizados. Las propiedades de estos desinfectantes se resumen en una tabla más abajo. Otras sustancias tales como el óxido de etileno y la propiolactona se usan comercialmente en la preparación de material de equipo estéril para hospitales y laboratorios, pero no se emplean en la descontaminación de desechos de laboratorio y en otras actividades mencionadas antes. Se excluyen por ello de esta exposición.
2.1.1 FENOLES LIQUIDOS
Estos compuestos son eficaces contra las bacterias vegetativas (incluso Mycobacterias) y hongos. Son inactivas contra esporos y virus que no contienen lípidos. La mayoría de los compuestos fenólicos son activos en presencia de cantidades considerables de proteína, aunque se inactivan en parte por la goma, madera y plásticos. No son compatibles con los detergentes catiónicos. Los usos en el laboratorio incluyen las vasijas de desechos y la desinfección de superficies. Los fenoles líquidos deben emplearse a la concentración más alta que recomiendan los fabricantes para «situaciones sucias», es decir, cuando puedan encontrar grandes cantidades de materia orgánica. Generalmente esta concentración es la de 2-5%. Las soluciones deben prepararse diariamente y los fenólicos diluidos no deben guardarse más de 24 horas para utilizarlos en el laboratorio, aunque muchos fenoles líquidos diluidos pueden ser eficaces durante más de siete días.
Deben protegerse la piel y los ojos.
2.1.2 HIPOCLORITOS
La actividad se debe al cloro, el que es muy eficaz contra las bacterias vegetativas (incluso mycobacterias) esporos y hongos. Los hipocloritos son inactivados considerablemente por las proteínas y en cierto grado por los materiales naturales no proteicos y por los plásticos y no son compatibles con los detergentes canónicos. Se emplean en vasijas de desecho y desinfección de superficies, aunque es necesario tener cuidado porque corroen los metales. No deben emplearse en partes metálicas de centrífugas y otros aparatos que se debilitan con su uso. Con fines generales y para las vasijas para pipe-tas y de desechos se recomienda una concentración de cloro de 2.500 ppm en lugar de 1.000 ppms, aunque para sangre derramada y vasijas de desechos que pueden contener gran cantidad de proteína se recomienda una concentración de 10.000 ppms. Los hipocloritos que se venden para uso industrial y aplicaciones de laboratorio en Gran Bretaña contienen 100.000 ppm de cloro disponible y deben diluirse para su empleo al 1:40 ó 1:10. Algunos hipocloritos domésticos (los que se usan en la limpieza de biberones) contienen 10.000 ppm y deben diluirse para su empleo al 1:4. Las lejías de uso doméstico de Gran Bretaña y EE.UU. contienen 50.000 ppm de cloro disponible y son apropiadas las diluciones de 1:20 y 1:5. Los productos preparados sólidos, incluyendo los que contienen hipocloritos, usados en la desinfección doméstica y los isocianuros clorados, utilizados en piscinas, pueden tener aplicaciones en el laboratorio.
Los hipocloritos se deterioran rápidamente con el uso, aunque los pro-ductos tal como se suministran son estables. Las soluciones diluidas deben sustituirse después de 24 horas. La sustancia colorante que se añade a algunos hipocloritos comerciales trata de identificarlos: no es un indicador de la actividad.
Los hipocloritos pueden producir irritación de la piel, ojos y pulmones.
2.1.3 ALDHEIDOS
El formaldehído (gas) y el glutaraldehido (líquido) son buenos desinfectantes. Son activos frente a bacterias vegetativas (incluso mycobacterias), esporos y hongos. Son activas en presencia de proteína y no se inactivan mucho por los materiales naturales o artificiales ni por los detergentes.
El formaldehído no es muy activo a temperaturas inferiores a 20ºC y requiere una humedad relativa de al menos 70%. No se suministra como gas, sino como un polímero sólido, para formar aldehído y como un líquido, formalina o formol comercial, que contiene 37-40 % de formaldehído. Ambas formas se calientan para liberar el gas, que se utiliza para desinfectar espacios cerrados como cabinas de seguridad y habitaciones. La formalina diluída al 1:10 para dar una solución que contiene 4 % de formaldehido, se emplea en la desinfección de superficies y en algunos casos, de cultivos. Se hallan actualmente en el comercio compuestos sólidos que liberan formaldehído y dichos productos pueden tener aplicaciones en el laboratorio, aunque todavía no se han valorado para este fin. El formaldehído se usa principalmente para la descontaminación de cabinas de seguridad y en habitaciones.
El glutaraldehído necesita generalmente un activador, tal como el bicarbonato de sodio, que se suministra con el líquido a granel. La mayoría de los activadores contienen un colorante, para que el usuario pueda tener seguridad de que el desinfectante ha sido activado. La eficacia y la estabilidad tras la activación batían con el producto y debe consultarse la literatura suministrada por los fabricantes. Kelsey et al, hallaron que la actividad esporocida de una marca disminuía a la mitad en siete días y Coates sugirió que si se utilizaba glutaraldehído activado de esa edad, debería doblarse el tiempo de exposición. Pueden emplearse en vasijas para desechos (aunque es caro) y son particularmente útiles para la desinfección de las superficies metálicas, puesto que no son corrosivos.
Los aldelhídos son tóxicos. El formaldehído es particularmente molesto porque afecta a los ojos y produce dificultades respiratorias. Se requieren precauciones especiales. El glutaldehído es menos nocivo, pero debe evitarse el contacto con la piel y los ojos.
2.1.4 ALCOHOL Y MEZCLAS DE ALCOHOLES
El etanol y el propanol, a concentraciones de alrededor de 70-80 % en agua, son eficaces, aunque lentamente, contra las bacterias vegetativas. No son activos frente a esporos y hongos. No se inactivan de manera especial por la proteína y otros materiales ni por los detergentes.
La efectividad se favorece por la adición de formaldehído, por ejemplo una mezcla de formalina al 10 % en alcohol de 70 %2 o hipoclorito en solución que tenga 2.000 ppm de cloro disponible. Los alcoholes y las mezclas de alcoholes son útiles para desinfectar superficies y exceptuando las mezclas de alcohol-hipoclorito, para equilibrar los portatubos de las centrífugas.
Son relativamente inofensivas para la piel, pero pueden producir irritación de los ojos.
2.1.5 COMPUESTOS DE AMONIO CUATERNARIO
Son detergentes cati6nicos eficaces contra bacterias vegetativas y algunos hongos, aunque no contra las mycobacterias o esporos. Son inactivos por la proteína y por una diversidad de materiales naturales y plásticos, por los detergentes no iónicos y por el jabón. Su utilización en el laboratorio es por tanto limitada, aunque tienen la clara ventaja de ser estables y de no corroer los metales. Se emplean generalmente a diluciones de 1-2% para la limpieza de superficie, pero son muy comunes en los laboratorios de higiene de los alimentos como consecuencia de su naturaleza detergente.
Los compuestos de amonio cuaternario no son tóxicos y son inofensivos para la piel y los ojos.
2.1.6 IODOFOROS
Como 105 compuestos de cloro, estos yoduros son efectivos contra bacterias vegetativas (incluidas mycobacterias), esporos, hongos y ambos tipos de virus conteniendo o no lípidos. Son inactivos rápidamente por la proteína y, en cierto grado, por sustancias naturales y plásticas y no son compatibles con los detergentes aniónicos. Para su empleo en vasijas de desecho y para desinfección de superficies deben usarse diluídos para obtener 75-150 ppm de iodo, pero para la desinfección de las manos o como esporocida diluidos en alcohol de 50% para dar una concentración de 1600 ppm. En los preparados comerciales a la venta, los yodóforos suelen contener un detergente y llevar un indicador: son activos en tanto aparecen de color pardo o amarillo. Tiñen la piel y las superficies, pero el colorante puede eliminarse con solución de tiosulfato sódico.
Los yodóforos son relativamente inofensivos para la piel, pero puede apreciarse cierta irritación en los ojos.
2.1.7 COMPUESTOS MERCURIALES
La actividad contra las bacterias vegetativas es mala y son inefectivos contra los esporos. Tienen cierta acción sobre los virus a concentraciones de 1:500 a 1:1.000 y un uso limitado, como soluciones saturadas en el manejo inocuo de preparaciones microscópicas de mycobacterias.
Su limitada utilidad y su naturaleza muy venenosa convierten a los mercuriales en inadecuados para su uso general en el laboratorio.



Resultados:

Los resultados obtenidos fueron favorables ya que nuestra esterilización quedo mejor, por que en la olla express metimos poca agua, se quemo un poco el papel estraza pero quedo totalmente esterilizado

Conclusiones:

aquí observamos en resumen que para obtener una buena esterilización se necesita aplicar más agua para que no se quemen la cinta testigo, pero más tiempo en el calor para que sea una mejor esterilización.

Preparación de medios de cultivo

NOMBRE DE LA PRACTICA: Preparación de medios de cultivo 


INTRODUCCIÓN:
Un método fundamental para estudiar las bacterias es cultivarlas en un medio líquido o en la superficie de un medio sólido de agar. Los medios de cultivo contienen distintos nutrientes que van, desde azúcares simples hasta sustancias complejas como la sangre o el extracto de caldo de carne. Para aislar o purificar una especie bacteriana a partir de una muestra formada por muchos tipos de bacterias, se siembra en un medio de cultivo sólido donde las células que se multiplican no cambian de localización; tras muchos ciclos reproductivos, cada bacteria individual genera por escisión binaria una colonia macroscópica compuesta por decenas de millones de células similares a la original. Si esta colonia individual se siembra a su vez en un nuevo medio crecerá como cultivo puro de un solo tipo de bacteria. Muchas especies bacterianas son tan parecidas morfológicamente que es imposible diferenciarlas sólo con el uso del microscopio; en este caso, para identificar cada tipo de bacteria, se estudian sus características bioquímicas sembrándolas en medios de cultivo especiales

OBJETIVO:
El objetivo de la presente práctica es aprender a preparar correctamente los principales de medios de cultivo que se utilizan en el laboratorio de Bacteriología, como instrumentes de suma importancia en la diagnostico de bacterias patógenas dentro de los individuos. Asimismo, conocer los diferentes tipos de cultivo, su calcificación y su importancia en la diagnosticación.



RESULTADOS:
Obtuvimos una colonia de microorganismos.

OBSERVACIONES:


DESARROLLO

Los requerimientos necesarios para un cultivo de bacterias son:
  • Medio de carbono.
  • Presencia o ausencia de oxigeno.
  • Atmósfera adecuada.
  • Agar-agar.
Para un cultivo adecuado de bacterias y microorganismos, se utiliza el agar, un gel coloidal formado por hidratos de carbono, de extendido uso comercial, y que proviene de las paredes celulares de varias especies de algas rojas, en concreto de miembros orientales del género Gelidium. Se utiliza como agente solidificante en la preparación de dulces, cremas y lociones, así como en las conservas de pescado y carne; para texturizar y emulsionar los helados y postres congelados; para clarificar, durante el proceso de fabricación del vino y la elaboración de la cerveza; y también para dar apresto (almidonar) las telas. Además, es un excelente medio de cultivo de bacterias, ya que no se disuelve por el efecto de las sales, ni se consume por la acción de la mayoría de los microorganismos.
El agar se extrae de las algas marinas haciéndolas hervir. Posteriormente, el producto resultante se deja enfriar y secar, y al final se solidifica en pastillas o en escamas. En un principio se llamó agar-agar, un término que se utiliza en Malasia para denominar a un alga local.
Pero existen diferentes tipos de agar de acuerdo a las especificidades que cada uno tenga, sin embargo cada tipo de agar debe de cumplir con los requerimientos:
Fuente de energía.- Las bacterias pueden ser fotótrofas o quimiotótrofas. Las fototótrofas absorben energía del sol y las quimiotótrofas de compuestos orgánicos.
Fuente de carbono.
Fuente de nitrógeno.- Las bacterias pueden obtener el nitrógeno atmosférico a través de las proteínas o por la degradación de aminoácidos o péptidos.
Azufre y fosfatos.- La obtienen como elemento(S), y como fosfatos en sales (P).
Vitaminas.
Agua.- Medio de transporte que permite una mejor absorción de los nutrimentos.
También requiere de los requerimientos nutricionales óptimos para su desarrollo:
Proteínas.- Se suministran generalmente peptonas, que se encuentran disponibles en el comercio, preparadas por digestión parcial de carne con enzimas peptídicas; consisten en polipéptidos, dipéptidos y aminoácidos.
Carbohidratos.- Sumistran carbono para la síntesis, y además su fermentación libera energía utilizable en el metabolismo.
Factores accesorios de crecimiento.- Son también requerimientos por algunas bacterias. Entre ellos están las vitaminas del complejo B; estas suministran enzimas necesarias para que las bacterias que son incapaces de sintetizar otros factores necesarios para algunas bacterias son obtenidos de los nutrimentos más complejos.
Sales minerales.- Elementos como K, Ca, Na, etc.; también son requeridas por algunas bacterias en su desarrollo.
Atmósfera.- Algunos microorganismos precisan oxígeno para su desarrollo, otros son incapaces de reproducirse en presencia de este elemento, en cambio otros organismos pueden crecer en una atmósfera con oxígeno, logran sobrevivir y crecer sin el, se les llama anaerobios facultativos.
Presión osmótica.- Las células pueden encogerse y ser destruidas en soluciones hipertónicas; inversamente se rompen por entrada de agua, en las soluciones hipotónicas.
Temperatura.- La temperatura para la cual los organismos microbianos crecen mejor, es considerada como temperatura óptima.


CONCLUSIONES:

En esta práctica se aprendió la importancia de preparar medios de cultivo, de que materiales pueden ser hechos, los distintos tipos de cultivos que pueden desarrollarse en el laboratorio, así como su clasificación, sus características principales, los distintos tipos que pueden servir para identificar diferentes bacterias, así como las condiciones que estos deben de reunir.

http://html.rincondelvago.com/preparacion-de-medios-de-cultivo.html

Seguridad en el laboratorio


SEGURIDAD EN EL LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA

Riesgos en el laboratorio de Microbiología:
Por la naturaleza del material de trabajo (microorganismos).
Por la utilización de determinados compuestos químicos.
Por la utilización de determinado equipamiento.


Normas:
Reducir nivel de riesgo al mínimo posible durante manipulación.
Reducir riesgos por agentes químicos, físicos, etc.


Para reducir el riesgo:
Instalaciones adecuadas.
Preparación del personal.

MANUAL DE SEGURIDAD
Clasificación de los agentes biológicos.
Grupo 1. Poco probable que cause una enfermedad.
Grupo 2. Puede causar enfermedad. Poco probable que se propague. Existe tratamiento eficaz.
Grupo 3. Puede causar enfermedad grave. Riesgo de que se propague. Existe tratamiento eficaz.
Grupo 4. Causa enfermedad grave. Se propaga. No existe tratamiento eficaz.


NORMAS DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA
• El acceso al laboratorio de prácticas sólo se permite a los alumnos que estén realizando las prácticas.
*No se admiten visitas por razones de seguridad.
• Cualquier estudiante que sufra de alguna deficiencia en sus defensas ante la infección debe comunicarlo previamente al profesor.
• Los laboratorios de investigación son de acceso restringido al personal del Departamento.
• Es obligatorio utilizar batas abrochadas siempre que se esté trabajando en el  laboratorio.
*Durante el periodo de prácticas, la bata no debe utilizarse fuera del laboratorio.
• Debe respetarse la prohibición de beber, comer, masticar chicle o fumar en el laboratorio y se debe evitar llevarse a la boca ningún objeto (bolígrafos...) o tocarse los ojos y nariz.
• En la superficie de trabajo no deben depositarse en ningún momento ropa u objetos personales.
• Cada alumno es responsable de la limpieza de su lugar de trabajo y del material asignado, así como de los microscopios que haya usado. 
• Se deben usar los mecheros Bunsen con precaución, no dejando material inflamable cerca y evitando el posible contacto con pelo y ropas.
• No se pueden utilizar guantes de látex cuando se trabaja con mechero Bunsen. 
• Se comprobará que se ha apagado el gas al finalizar el experimento y al abandonar el laboratorio.
• Ante un vertido accidental de material microbiológico debe informarse inmediatamente al profesor encargado del grupo.
• No se debe forzar un tubo de vidrio o la apertura de un frasco sin tener protegidas las manos.
• No se manejarán las autoclaves o el material recién esterilizado si no se dispone de guantes apropiados.
Niveles de contención.
Nivel 1.
Nivel 2.
Nivel 3.
Nivel 4.

Los medios de cultivo en microbiología


Uno de los sistemas más importantes para la identificación de microrganismos es observar su crecimiento en sustancias alimenticias artificiales preparadas en el laboratorio. El material alimenticio en el que crecen los microrganismos es el Medio de Cultivo y el crecimiento de los microrganismos es el Cultivo.
Para que las bacterias crezcan adecuadamente en un medio de cultivo artificial debe reunir una serie de condiciones como son: temperatura, grado de humedad y presión de oxígeno adecuado, así como un grado correcto de acidez o alcalinidad. Un medio de cultivo debe contener los nutrientes y factores de crecimiento necesarios y debe estar exento de todo microrganismo contaminante.
La mayoría de las bacterias patógenas requieren nutrientes complejos similares en composición a los líquidos orgánicos del cuerpo humano. Por eso, la base de muchos medios de cultivo es una infusión de extractos de carne y Peptona a la que se añadirán otros ingredientes.





El agar es un elemento solidificante muy empleado para la preparación de medios de cultivo.        Se licúa completamente a la temperatura del agua hirviendo y se solidifica al enfriarse a 40 grados. Con mínimas excepciones no tiene efecto sobre el crecimiento de las bacterias y no es atacado por aquellas que crecen en él.
La Gelatina es otro agente solidificante pero se emplea mucho menos ya que bastantes bacterias provocan su licuación.
En los diferentes medios de cultivo se encuentran numerosos materiales de enriquecimiento como hidratos de carbono, suero, sangre completa, bilis, etc. Los hidratos de Carbono se adicionan por dos motivos fundamentales: para incrementar el valor nutritivo del medio y para detectar reacciones de fermentación de los microrganismos que ayuden a identificarlos. El suero y la sangre completa se añaden para promover el crecimiento de los microrganismos menos resistentes.
También se añaden colorantes que actúan como indicadores para detectar, por ejemplo, la formación de ácido o como inhibidores del crecimiento de unas bacterias y no de otras (el Rojo Fenol se usa como indicador ya que es rojo en pH básico y amarillo en pH ácido. La Violeta de Genciana se usa como inhibidor ya que impide el crecimiento de la mayoría de las bacterias Gram-positivas).



Condiciones generales para el cultivo de microrganismos

El desarrollo adecuado de los microrganismos en un medio de cultivo se ve afectado por una serie de factores de gran importancia y que, en algunos casos, son ajenos por completo al propio medio.

1- disponibilidad de nutrientes adecuados
Un medio de cultivo adecuado para la investigación microbiológica ha de contener, como mínimo, carbono, nitrógeno, azufre, fósforo y sales inorgánicas. En muchos casos serán necesarias ciertas vitaminas y otras sustancias inductoras del crecimiento. Siempre han de estar presentes las sustancias adecuadas para ejercer de donantes o captadores de electrones para las reacciones químicas que tengan lugar.
Todas estas sustancias se suministraban originalmente en forma de infusiones de carne, extractos de carne o extractos de levadura. Sin embargo, la preparación de estas sustancias para su aplicación a los medios de cultivo provocaba la pérdida de los factores nutritivos lábiles.
Actualmente, la forma más extendida de aportar estas sustancias a los medios es utilizar peptona que, además, representa una fuente fácilmente asequible de nitrógeno y carbón ya que la mayoría de los microrganismos, que no suelen utilizar directamente las proteínas naturales, tienen capacidad de atacar los aminoácidos y otros compuestos más simples de nitrógeno presentes en la peptona.

Ciertas bacterias tienen necesidades nutritivas específicas por lo que se añade a muchos medios sustancias como suero, sangre, líquido ascítico, etc. Igualmente pueden ser necesarios ciertos carbohidratos y sales minerales como las de calcio, magnesio, manganeso, sodio o potasio y sustancias promotoras del crecimiento, generalmente de naturaleza vitamínica.

Muy a menudo se añaden al medio de cultivo ciertos colorantes, bien como indicadores de ciertas actividades metabólicas o bien por sus capacidades de ejercer de inhibidores selectivos de ciertos microrganismos.


2- consistencia adecuada del medio
Partiendo de un medio líquido podemos modificar su consistencia añadiendo productos como albúmina, gelatina o agar, con lo que obtendríamos medios en estado semisólido o sólido.

Los medios solidificados con gelatina tienen el gran inconveniente de que muchos microorganismos no se desarrollan adecuadamente a temperaturas inferiores al punto de fusión de este solidificante y de que otros tienen la capacidad de licuarla.

Actualmente los medios sólidos son de uso universal, por su versatilidad y comodidad, pero hay también gran cantidad de medios líquidos cuyo uso está ampliamente extendido en el laboratorio.

3- presencia (o ausencia) de oxígeno y otros gases

Gran cantidad de bacterias pueden crecer en una atmósfera con tensión de oxígeno normal. Algunas pueden obtener el oxígeno directamente de variados sustratos. Pero los microorganismos anaerobios estrictos sólo se desarrollarán adecuadamente en una atmósfera sin oxígeno ambiental. En un punto intermedio, los microorganismos microaerófilos crecen mejor en condiciones atmosféricas parcialmente anaerobias (tensión de oxígeno muy reducida), mientras los anaerobios facultativos tienen un metabolismo capaz de adaptarse a cualquiera de las citadas condiciones.

4- condiciones adecuadas de humedad

Un nivel mínimo de humedad, tanto en el medio como en la atmósfera, es imprescindible para un buen desarrollo de las células vegetativas microbianas en los cultivos. Hay que prever el mantenimiento de estas condiciones mínimas en las estufas de cultivo a 35-37ºC proporcionando una fuente adecuada de agua que mantenga la humedad necesaria para el crecimiento de los cultivos y evitar así que se deseque el medio.

5- Luz ambiental

La mayoría de los microorganismos crecen mucho mejor en la oscuridad que en presencia de luz solar. Hay excepciones evidentes como sería el caso de los microorganismos fotosintéticos.

6- pH

La concentración de iones hidrógeno es muy importante para el crecimiento de los microorganismos. La mayoría de ellos se desarrollan mejor en medios con un pH neutro, aunque los hay que requieren medios más o menos ácidos. No se debe olvidar que la presencia de ácidos o bases en cantidades que no impiden el crecimiento bacteriano pueden sin embargo inhibirlo o incluso alterar sus procesos metabólicos normales.

7- Temperatura

Los microorganismos mesófilos crecen de forma óptima a temperaturas entre 15 y 43ºC. Otros como los psicrófilos crecen a 0ºC y los termófilos a 80ºC o incluso a temperaturas superiores (hipertermófilos). En líneas generales, los patógenos humanos crecen en rangos de temperatura mucho más cortos, alrededor de 37ºC, y los saprofitos tienen rangos más amplios.

8- Esterilidad del medio

Todos los medios de cultivo han de estar perfectamente estériles para evitar la aparición de formas de vida que puedan alterar, enmascarar o incluso impedir el crecimiento microbiano normal del o de los especímenes inoculados en dichos medios. El sistema clásico para esterilizar los medios de cultivo es el autoclave (que utiliza vapor de agua a presión como agente esterilizante)


                http://www.microinmuno.qb.fcen.uba.ar/SeminarioMedios.htm

Tinciones usadas en microbiologia


Mecanismos de Coloración:
La coloración celular y tejidos son una combinación de fenómenos físicos y químicos de absorción: los fenómenos físicos de absorción, capilaridad y ósmosis participan en  . La afinidad de colorantes básicos por los tejidos ácidos y viceversa indican que hay reacción química.
Los Colorantes:
Son compuestos, orgánicos que contienen radicales cromóforos esto es que producen color y grupo de anxocromos que forman sales los grupos nitrito (-NO2) y azo (-N = N) son cromóforos. Los radicales hidroxilo (-OH) y amino (-NH2) son grupos anxocromos. Los cromóforos imparten la propiedadcromógena al colorante y los anxocromos permiten que el colorante se una con la fibra o .
Preparación de Frotis Bacteriano para Coloración:
Entes de la tinción las bacterias suelen encontrarse en agua o en otro líquido en un porta objeto limpio y son extendido en una película uniforme y delgada. Se deja que la película seque en el aire y los microorganismos son fijados por sustancias químicas o por el calor moderado.
Tinciones:
Es un método utilizado para estudiar microorganismos. (no vivos); en estas tinciones se observa morfología, estructura y agrupamientos de microorganismos.
Tipos de Tinción:
Tinción Simple: utiliza un  colorante.
Tinción de Gram:
Utiliza varios colorantes (cristal violeta 1m, Yodo 1m, lavado con alcohol, Safranina 30 seg)
Tinción Ácido Resistente:
Una vez teñidos, conservan su color resistiendo al lavado con ácido mineral reducido. En esta tinción las bacterias ácido resistentes conservan el colorante primario color rosa o , los demás microorganismos son decolorados por el ácido y toman el color .
Tinción de Giensa:
El colorante se aplica a un frotis de sangre y se utiliza cuando se sospeche de protozoos en la sangre para observar materias núcleos de la células.
Tinción de Esporas:
Se usa verde de malaquita en contraste con safranina.
Tinción de Cápsula:
Colorante nigrosuna, aquí se observa microorganismos encapsulados creando resistencias.
Tinción de Flagelos:
Se usa mordiente el cual aumenta el tamaño del microorganismo.
Endósporas:
Son unos cuerpos resistentes que se producen en el interior de la célula los cuales contienen los componentes necesarios para conservar la vida.
Las esporas pueden situarse en el centro de la célula o en situaciones excéntricas cerca de un extremo de la misma.
Levaduras:
Son esféricas, elípticas y cilíndricos, su tamaño varía notablemente. Son hongos cuya forma corriente y dominante de crecimiento es unicelular.
Las Cápsulas:
Son estructuras grueso viscosas gelatinosas que rodean las células de algunas especies.
Sarcina:
Son anaerobios obligados y son extremadamente ácido – tolerantes que pueden fermentar azúcares y crecer a pH inferior a 2.
Este género comprende 2 especies de bacterias que se dividen en tres planos perpendiculares para producir paquetes de 8 en una célula.
Bacillus Cereus:
La mayoría se encuentra en el suelo o en partículas de polvo en suspensión y son uno de los organismos del género Bacillus que pueden ser aislados fácilmente.
Puesto que los formadores de esporas pueden aislarse selectivamente a partir del suelo, alimentos o de otro material dejando las muestras a 80 ºC durante 10 minutos.
Los bácillus suelen crecer en medios sistemáticos que contengan azúcares, ácidos orgánicos, alcoholes, etc, como única fuente de carbono y amoníaco como única fuente de nitrógeno.
Análisis de Resultados:
Existe varios tipos de tinciones de loas cuales estudiamos:
  • Tinción de Gram
  • Tinción simple
  • Tinción de esporas
Tinción de Gram:
Dividida en gram positivo y gram negativo, en el caso de los gram (+) la muestra fue sarcina, puesto que una tonalidad violeta fijada en su estructura determina la presencia de la misma puesto que fijó en su estructura el cristal violeta.
Y en el gran (-) utilizamos salmonella identificada por la presencia de muchas estructura un poco triangulares de color rojo.
En la muestra de la práctica anterior 3 eran gran positivo por su coloración morada.
Tinción Simple:
Estudia levaduras, en este experimento se usa un solo colorante que fue azul de metileno, donde observamos que las levaduras tenían cocos. Estas células bacterianas difieren desde el punto de vista químico de su medio exterior y por eso se tiñen contrastando con su alrededor.
Tinción de Esporas:
La bacteria es una estructura muy pequeña, sin embargo, por medio de esta tinción pudimos observar la estructura interna de la célula bacteriana, particularmente las endosporas, en este experimento se utiliza una tinción simple debido a que la misma permite que se coloree toda la célula excepto la espora que se observa de un tamaño bien aceptable.